EDP Sciences logo
Authentification abonné
rechercher
Menu
Accueil Tous les numéros Volume 211 / Numéro 2 (2017) Biologie Aujourd'hui, 211 2 (2017) 137-148 Full HTML
Accès gratuit
Numéro
Biologie Aujourd'hui
Volume 211, Numéro 2, 2017
Page(s) 137 - 148
Section Forces mécaniques et morphogenèse des tissus
DOI https://doi.org/10.1051/jbio/2017021
Publié en ligne 13 décembre 2017

© Société de Biologie, 2017

Abréviations

Cdh1 : cadhérine 1, E-Cadhérine ou uvomoruline

DAH : hypothèse d'adhésion différentielle

ICM : masse cellulaire interne

mMyh9 : mutant maternel de la chaîne lourde de la myosine Myh9

mzCdh1 : mutant homozygote maternel zygotique de la cadhérine Cdh1

mzMyh9 : mutant homozygote maternel zygotique de la myosine Myh9

TE : trophectoderme

Développement préimplantatoire

Le développement des mammifères commence par la formation d'une structure appelée blastocyste. Chez les euthériens et certains marsupiaux, le blastocyste est responsable de l'implantation de l'embryon dans l'utérus maternel, ce qui est crucial pour la suite du développement embryonnaire (Frankenberg et al., 2016). Chez les euthériens, le blastocyste est formé d'au moins deux tissus : le trophectoderme (TE) et la masse cellulaire interne (ICM). Le TE est un épithélium squameux à la surface de l'embryon qui est responsable de l'invasion du tissu utérin et de la formation des tissus placentaires. Le TE enveloppe une cavité fluide et la masse cellulaire interne qui est à l'origine de tous les tissus embryonnaires et de certains tissus placentaires. La différenciation des cellules en TE ou ICM constitue la première décision que les cellules embryonnaires mammaliennes doivent prendre. Ce choix crucial a été étudié en détail durant plusieurs décennies pour arriver à la conclusion que la différenciation en TE ou ICM est contrôlée par la position des cellules (Sasaki, 2015 ; Chazaud & Yamanaka, 2016 ; Graham & Zernicka-Goetz, 2016 ; Rossant, 2016). En effet, lorsqu'une cellule est positionnée à l'intérieur de l'embryon, elle est recouverte de contacts cellulaires qui induisent un changement de la localisation subcellulaire du co-activateur transcriptionnel Yap (Cockburn et al., 2013). Ainsi, dans les cellules internes, Yap est exclu du noyau et ne peut interagir avec le facteur de transcription TEAD4 (Hirate et al., 2012). À l'inverse, dans les cellules de surface, la signalisation des contacts cellulaires est moins forte et les protéines apicales qui se trouvent à la surface de l'embryon induisent la translocation de Yap dans le noyau (Hirate et al., 2013). Par conséquent, dans les cellules de surface, Yap et TEAD4 interagissent dans le noyau pour activer l'expression de gènes du TE. Ainsi, l'architecture du blastocyste est essentielle à l'établissement des lignages embryonnaire et extra-embryonnaire de l'embryon mammalien. Ceci est mis en évidence lorsque la morphogénèse est perturbée : la différenciation des cellules en TE ou ICM devient anormale (Stephenson et al., 2010 ; Lorthongpanich et al., 2012). Il est intéressant de noter en revanche que perturber la différenciation des cellules n'a pas d'effet sur l'architecture du blastocyste (Nishioka et al., 2008 ; Blij et al., 2012 ; Kaneko & DePamphilis, 2013 ; Wicklow et al., 2014). Le blastocyste constitue donc un modèle de développement embryonnaire dans lequel la morphogénèse est clairement en amont de l'organisation des destins cellulaires. Comprendre par quels mécanismes la morphogénèse du blastocyste se déroule devient d'autant plus crucial pour comprendre le développement mammalien précoce.

La formation du blastocyste résulte d'une succession d'évènements morphogénétiques. Chez la souris, la morphogénèse débute après trois clivages, des divisions cellulaires sans croissance durant l'interphase. Ainsi, au stade 8-cellules, les cellules se rapprochent les unes des autres, rendant l'embryon plus compact. C'est au stade 16-cellules que, pour la première fois, certaines des cellules de l'embryon adoptent une position interne et se trouvent complètement recouvertes par leurs cellules voisines. Ces cellules internes, rejointes par de nouvelles cellules qui pénètrent durant le stade 32-cellules, constitueront l'ICM. Enfin, au stade 32-cellules, la cavité se forme entre les cellules internes et externes pendant qu'elles se différencient progressivement en TE et ICM.

Comme c'est le cas pour tout autre matériau, l'embryon mammalien se déforme sous l'action de forces (Heisenberg & Bellaïche, 2013). Ces forces qui déforment l'embryon sont souvent générées par les cellules qui le composent. Par exemple, durant la division cellulaire, le cytosquelette de microtubules génère les forces qui séparent les chromatides des chromosomes tandis que le cytosquelette d'actine scinde la cellule en deux cellules filles (Pollard, 2010). Les propriétés mécaniques des cellules résistent à ces forces. Par exemple, les molécules d'adhésion cellulaire permettent d'ancrer les cellules les unes aux autres et s'opposent aux forces exercées par le cytosquelette d'actine (Maître & Heisenberg, 2013). Pour comprendre comment l'embryon mammalien se déforme, il est donc essentiel de connaître les forces et les propriétés mécaniques de l'embryon durant son développement.

Les toutes premières études de la mécanique du développement mammifère précoce ont été effectuées ces dernières années. Elles ont permis de comprendre comment se forme la masse cellulaire interne, à l'origine de toutes les cellules de l'embryon mammifère. Ici, je décris les forces et les processus cellulaires contrôlant les deux étapes morphogénétiques amenant à la formation de la masse cellulaire interne : la compaction et l'internalisation des cellules.

Mécanique de la compaction

Durant la compaction, les cellules de l'embryon se rapprochent les unes des autres, leurs contacts cellulaires s'étalent et la surface des cellules s'aplanit. Ainsi, au cours d'un processus qui dure environ 10 h, l'embryon devient plus sphérique grâce à un processus qui ressemble fortement à l'adhésion entre des bulles de savon. La configuration d'équilibre des bulles de savon est déterminée par leurs tensions de surface ou plus précisément par la balance des tensions des interfaces en contact. Même si l'origine de ces tensions est différente de celle de bulles de savon, la configuration de l'embryon peut être décrite par des tensions de surface effectives. Ainsi, on peut attribuer une tension γcc aux contacts cellulaires et une tension γcm aux surfaces en contact avec le milieu extra-embryonnaire. Au bord des contacts cellulaires, les tensions s'équilibrent et définissent les angles de contact selon : cos (θ/2) = γcc / 2 γcm. On retrouve ainsi, la relation de Young-Dupré formalisée par Athanase Dupré au XIXe siècle pour décrire les ménisques formés par les liquides au bord de leur récipient (Dupré & Dupré, 1869), d'après la théorie sur la tension de surface des liquides de Thomas Young (1805). Cette analogie a permis dès les années 1980 de proposer un modèle de la compaction de l'embryon de souris (Goel et al., 1986). En effet, il suffit de changer le rapport entre γcc et γcm pour modifier le paramètre de compaction de l'embryon α = γcc / 2 γcm. Mais comment feraient les cellules pour changer les tensions de surface ?

Quelques années plus tôt, les premières molécules d'adhésion cellulaires étaient découvertes. En particulier, les cadhérines sont essentielles pour la compaction de l'embryon et son développement ultérieur (Urushihara & Takeichi, 1980 ; Shirayoshi et al., 1983). Ainsi, la cadhérine aujourd'hui dénommée Cdh1 fut un temps baptisée uvomoruline lors de sa découverte par l'équipe de François Jacob à l'Institut Pasteur. En effet, bloquer l'action de Cdh1 empêche l'embryon en forme de grappe de raisin (uvo) d'adopter une forme de mûre (morula) (Kemler et al., 1977 ; Hyafil et al., 1980). La découverte des molécules d'adhésion constitua pour Malcolm Steinberg la base moléculaire de l'hypothèse d'adhésion différentielle (DAH) qu'il postula 20 ans plus tôt pour expliquer l'organisation des cellules en feuillets ayant des tensions de surface tissulaires distinctes (Steinberg, 1962a, 1962b, 1963). Ainsi, une hypothèse devint privilégiée : l'énergie d'adhésion des cadhérines permettrait de diminuer la tension de surface aux contacts cellulaires γcc et provoquerait la compaction des tissus (Steinberg & Takeichi, 1994). S'ensuivirent de nombreuses études sur la régulation de l'adhésion par l'uvomoruline et ses partenaires durant la compaction de l'embryon de souris (Winkel et al., 1990 ; Sefton et al., 1992, 1996 ; Ohsugi et al., 1999 ; Natale & Watson, 2002 ; de Vries et al., 2004). Durant ma thèse, j'ai pu mesurer la contribution de l'adhésion à la tension de surface des contacts cellulaires (Maître et al., 2012). Comme d'autres études le confirmèrent, celle-ci s'avère très faible en comparaison des forces morphogénétiques de la contractilité cellulaire (Maître et al., 2012; Stirbat et al., 2013 ; David et al., 2014 ; Chan et al., 2017). L'énergie d'adhésion serait-elle donc vraiment responsable de la compaction de l'embryon de souris ?

Afin de répondre à ces questions, j'ai adapté une technique à base de micro-aspiration afin de cartographier les tensions de surface dans le temps et dans l'espace (Figure 1) (Guevorkian & Maître, 2017). La micro-aspiration de cellules, développée sur des embryons d'oursin dans les années 1950 (Mitchison & Swann, 1954), permet de mesurer leur tension à l'interface avec le milieu extracellulaire (Evans & Yeung, 1989). Une nouvelle fois, les travaux de Thomas Young sur la tension de surface des liquides (Young, 1805) ont permis, grâce à la formalisation de Pierre-Simon de Laplace, de relier la tension d'une surface avec sa courbure 1/Rc et la différence de pression Pc entre les deux compartiments que sépare cette surface (de Laplace, 1825). Ainsi, la tension d'une cellule aspirée dans une micropipette de rayon Rp est donnée par γcm = Pc / (1/Rp − 1/Rc). En mesurant deux cellules voisines, on peut utiliser l'équation de Young-Dupré pour calculer la tension aux contacts cellulaires γcc. Cette mesure ne prend que quelques minutes et peut donc être répétée plusieurs fois afin de construire une carte spatio-temporelle des tensions de surface de l'embryon pendant sa compaction (Maître et al., 2015). Ceci a révélé que, durant la compaction, la tension de surface γcm double de 200 à 400 pN/μm tandis que la tension aux contacts γcc diminue de 300 à 200 pN/μm. Ces mesures des valeurs absolues des tensions de surface permettent de calculer la contribution relative des changements de tensions γcm et γcc à la compaction en procédant à une Gedankenexperiment. En calculant la forme que prendrait l'embryon si un des changements de tension n'avait pas lieu, on trouve qu'un embryon dont la tension à sa surface doublerait sans que ses contacts cellulaires ne relâchent leur tension serait compacté aux trois quarts. En revanche, un embryon dont les contacts cellulaires se relâcheraient mais ne changeraient pas leur tension à sa surface ne se compacterait qu’à un quart de la compaction normale. Ainsi, la force qui produit l'essentiel du changement de forme de la compaction se situe en dehors des contacts cellulaires. Il devient donc difficile d'expliquer la compaction simplement par un gain d'adhésion apporté par les cadhérines qui relaxeraient les contacts et leur permettraient de s'étaler. Au lieu de cela, les cellules augmentent la tension qui agit sur les bords des contacts et se tirent les unes vers les autres.

Quelle est donc la nature de cette force qui augmente la tension à la surface de l'embryon et génère les trois quarts de la compaction ? Récemment, des protrusions ressemblant à des filopodes qui semblent s'agripper à la surface des cellules voisines grâce à Cdh1/uvomoruline ont été observées (Fierro-González et al., 2013). Ces filopodes pourraient tirer à la surface de leurs voisines, augmenter la tension γcm et ainsi rapprocher les cellules des unes des autres. Afin de tester cette hypothèse, j'ai mesuré la tension de cellules en variant le nombre de cellules voisines susceptibles de tirer avec leurs filopodes. Qu'une cellule ait plusieurs (3–4), une seule ou aucune cellule voisine, sa tension γcm augmente de la même manière durant le stade 8-cellules. Afin de tester le rôle de Cdh1/uvomoruline dans la génération de la tension γcm, j'ai généré des mutants maternels et zygotiques chez lesquels le gène Cdh1 (embryons mzCdh1) est effacé du génome (Larue et al., 1994 ; Stephenson et al., 2010) et j'ai mesuré leur tension. Bien qu'ils ne se compactent pas, la tension de surface des embryons mzCdh1 est identique et augmente de la même manière que celle de leurs équivalents hétérozygotes qui peuvent se compacter. Ainsi, l'augmentation de la tension durant le stade 8-cellules est un phénomène autonome qui ne dépend pas des contacts avec les cellules voisines ou de la présence de molécules d'adhésion Cdh1. Pour générer des tensions de surface de manière autonome, la contractilité du cytosquelette d'acto-myosine est un bon candidat (Clark et al., 2014). Effectivement, de manière analogue à ce qui se produit dans les muscles, la contraction du cytosquelette d'actine par les moteurs myosine tire sur la membrane plasmique des cellules. Durant la compaction, j'ai observé que les chaînes légères et lourdes de la myosine ainsi que l'actine changent de localisation subcellulaire : au départ, ces protéines se trouvent à la surface des cellules et aux contacts cellulaires tandis qu'à la fin de la compaction, elles se trouvent principalement à la surface des cellules. Ainsi, le cytosquelette d'acto-myosine se réorganise de la même manière que les tensions de surface et se trouve donc au bon endroit et au bon moment pour entraîner la compaction. J'ai donc généré des mutants maternels de la chaîne lourde de la myosine Myh9 (embryons mMyh9) afin de tester la fonction de la contractilité dans la compaction. Il est important de noter que si les embryons mMyh9 sont viables, les mutants homozygotes maternels zygotiques mzMyh9 ont des difficultés à se diviser (comme il est attendu d'après le rôle bien établi de la contractilité durant la cytocinèse (Clark et al., 2014)) et ne se développent pas au-delà des stades préimplantatoires, tout comme les mutants homozygotes zygotiques (Conti et al., 2004). Bien que viables, les embryons mMyh9 ne se compactent pas car ils génèrent des tensions γcm insuffisantes, inférieures à 200 pN/μm (Maître et al., 2016). De manière alternative, une drogue, la blebbistatine, permet d'inhiber l'action de la myosine sur des embryons. Des embryons sauvages traités à la blebbistatine au début du stade 8-cellules échouent à se compacter. De plus, des embryons déjà compactés placés dans du milieu contenant de la blebbistatine se décompactent. Dans les deux cas, leur tension de surface γcm tombe à ∼100 pN/μm. Ainsi, l'augmentation de la contractilité du cytosquelette d'acto-myosine est le moteur autonome des cellules, qui entraîne les trois quarts de la compaction. De plus, ce moteur doit être maintenu pour que les cellules continuent de se tirer les unes vers les autres et gardent l'état compacté de l'embryon.

Si la contractilité cellulaire est le moteur qui accroît la tension γcm et produit les trois quarts de la compaction, le quart restant pourrait être imputable aux molécules d'adhésion qui agiraient aux contacts cellulaires pour réduire la tension γcc. Les mutants mzCdh1 qui ne possèdent pas de molécules d'adhésion Cdh1 ne se compactent pas. Sans changement dans les niveaux de molécules d'adhésion, on s'attend à ce que l'énergie d'adhésion, et donc la tension aux contacts γcc, ne changent pas durant le stade 8-cellules. En réalité la tension aux contacts γcc augmente dans les embryons mzCdh1, tandis qu'elle diminue dans les embryons sauvages. Cette tension ectopique pourrait être générée par la contractilité aux contacts cellulaires. En effet, la myosine s'accumule de manière anormale aux contacts des embryons mzCdh1. En traitant les embryons mzCdh1 avec l'inhibiteur de myosine blebbistatine, on retrouve une tension γcc normale aux contacts cellulaires. Ainsi, la tension ectopique aux contacts cellulaires des embryons mzCdh1 est, au moins en partie, due à la contractilité du cytosquelette d'acto-myosine. Ceci indique que les molécules d'adhésion Cdh1 sont nécessaires pour réduire la contractilité aux contacts cellulaires. Plusieurs études décrivent un rôle de signalisation pour les cadhérines (signaux de survie cellulaire, contrôle de la différenciation ou de la prolifération ; Perez et al., 2008 ; Stephenson et al., 2010 ; Bedzhov et al., 2012 ; Cockburn et al., 2013 ; Zaidel-Bar, 2013 ; Benham-Pyle et al., 2015 ; Klompstra et al., 2015). En particulier, les cadhérines induisent la réorganisation du cytosquelette d'actine via Ctnnd1 (p120-caténine ou delta-caténine) (Wildenberg et al., 2006 ; Yanagisawa & Anastasiadis, 2006 ; Anastasiadis, 2007 ; Yu et al., 2015 ; Padmanabhan et al., 2016). Ainsi, les cadhérines n'agissent pas sur les tensions comme molécules d'adhésion mais plutôt de manière indirecte comme des molécules de signalisation.

En conclusion, la compaction est entraînée par l'augmentation de la contractilité cellulaire : un moteur autonome qui doit agir en permanence. Les cadhérines possèdent un rôle instructif sur la contractilité pour relâcher les contacts cellulaires et faciliter leur extension. Quant à l'énergie d'adhésion et aux filopodes, leur contribution semble négligeable. Enfin, bien que la compaction soit le premier changement morphogénétique de l'embryon de souris, son rôle n'est pas clairement établi. En effet, les embryons mMyh9 ne se compactent jamais. Malgré cela, ces embryons forment un blastocyste en apparence normal et les souris qu'ils engendrent sont viables et fertiles sans phénotype apparent. Ainsi, bien que cela soit le premier changement de forme de l'embryon de mammifère, la compaction n'apparaît pas nécessaire au développement du blastocyste.

thumbnail Figure 1

Cartographie des tensions de surface durant la compaction de l'embryon de souris au stade 8-cellules. Une micropipette de rayon Rp permet de déformer une cellule de rayon de courbure Rc avec une pression Pc pour déterminer la tension de surface γcm. La tension aux contacts cellulaires γcc peut être calculée en fonction des tensions de surface et des angles de contact θ. A droite, un embryon de souris est montré à plusieurs moments du stade 8-cellules (hh :mm). Barre d'échelle : 10 μm. D'après Maître et al., 2015.

Ondes de contraction périodique

La contractilité cellulaire est un moteur essentiel de la morphogénèse animale (Heisenberg & Bellaïche, 2013). Chez l'embryon préimplantatoire de souris, elle génère les forces qui conduisent l'embryon à se compacter sur une durée d'environ 10 heures (Maître et al., 2015). Chez d'autres animaux utilisés typiquement en laboratoire tels que le nématode, la mouche ou le poisson zèbre, la contractilité agit plutôt à l'échelle de quelques minutes pour changer la forme des cellules (Bertet et al., 2004 ; Munro et al., 2004 ; Rauzi et al., 2008 ; Krieg et al., 2008 ; Mayer et al., 2010 ; Maître et al., 2012). À cette même échelle de temps, des contractions périodiques ont été décrites chez la drosophile (Martin et al., 2009 ; Solon et al., 2009). De manière analogue, on trouve des manifestations périodiques de la contractilité chez les embryons de nématode, de xénope, de poissons téléostéens ou d'étoile de mer (Fujinami & Kageyama, 1975 ; Munro et al., 2004 ; Kim & Davidson, 2011 ; Roh-Johnson et al., 2012 ; Bement et al., 2015). En observant de manière plus attentive l'embryon préimplantatoire de souris à l'échelle de temps typique de la contractilité cellulaire, on découvre des déformations périodiques se manifestant toutes les 80 secondes (Maître et al., 2015). Ainsi, la périodicité des évènements contractiles durant la morphogénèse animale semble être une propriété conservée dans l'évolution. Chez tous ces animaux, la période des évènements contractiles se situe entre 1 et 3 minutes. Ainsi, malgré des différences majeures dans les échelles de temps morphogénétiques, la contractilité continue de battre à son rythme.

Dans le mésoderme de la drosophile, les contractions apparaissent de manière répétée au même endroit dans la cellule (Martin et al., 2009). Chez le nématode, elles sont associées à des flux corticaux (Munro et al., 2004). Ces flux corticaux, par ailleurs importants, établissent la polarité de l'embryon (Goehring et al., 2011). Chez les poissons téléostéens ou le xénope, les contractions périodiques peuvent se manifester sous forme de blebs (Fujinami & Kageyama, 1975 ; Charras et al., 2007) : le cytosquelette se détache de la membrane plasmique qui se gonfle sous l'action de la pression cytoplasmique (Charras & Paluch, 2008). Enfin, chez les ovocytes d'étoile de mer ou de xénope, les contractions se manifestent sous forme d'ondes périodiques et de structures de Turing (Turing, 1952 ; Bement et al., 2015). De manière analogue, les blastomères de l'embryon de souris génèrent des ondes de contraction périodique qui se propagent à leur surface (Figure 2) (Maître et al., 2015).

Ces ondes de contraction périodique apparaissent au stade 8-cellules, c'est à dire au moment même où la contractilité des cellules augmente pour compacter l'embryon. On observe une contraction à un endroit donné de la surface toutes les 80 s. Il y a en réalité deux ondes aux antipodes de chaque cellule qui se propagent autour de la cellule, chacune ayant donc une période de 160 s. La révolution de ces ondes peut être analysée en mesurant la déformation de la surface de la cellule mais aussi en marquant le cytosquelette d'acto-myosine. Ainsi, la surface de la cellule s'aplatit précisément au moment où l'actine s'accumule. L'enrichissement en actine et la déformation se propagent à la même vitesse d'environ 0,8 μm/s. D'autres types de vagues périodiques d'actine existent, par exemple, durant la division cellulaire (Fink et al., 2011). Contrairement à ces vagues périodiques d'actine, les ondes de contraction périodique sont sensibles à l'inhibition de la myosine par une drogue telle que la blebbistatine (Maître et al., 2015). De manière analogue à la réduction de la contractilité aux contacts cellulaires durant la compaction, les ondes de contraction ne sont pas visibles aux contacts cellulaires. De plus, perturber l'adhésion, en dissociant les cellules ou en invalidant le gène codant pour la molécule d'adhésion Cdh1, provoque l'augmentation de l'amplitude des ondes de contraction périodique (Maître et al., 2015). Ceci confirme une fois de plus que l'adhésion cellulaire inhibe la contractilité (Maître & Heisenberg, 2013).

J'ai également observé que les ondes de contraction sont contrôlées par la polarité apico-basale. Pendant le stade 8-cellules, les blastomères acquièrent une polarité apico-basale. Il est important de noter que la polarisation des cellules et la compaction de l'embryon sont des évènements qui peuvent se produire de manière indépendante, même s'ils se produisent tous deux au stade 8-cellules (Pratt et al., 1982 ; Dard et al., 2009a ; Stephenson et al., 2010 ; Hirate et al., 2013). Cette polarisation est particulière car le domaine apical des blastomères n'occupe pas la totalité de la surface sans contact. Ainsi, un domaine enrichi en microvillosités et protéines apicales (par exemple, Par3, aPKC ou ezrine) se forme à la surface des cellules (Ducibella et al., 1977 ; Louvet et al., 1996 ; Vinot et al., 2004 ; Plusa et al., 2005 ; Hirate et al., 2013). En ce qui concerne les ondes de contraction, j'ai observé que lorsqu'elles traversent le domaine apical leur amplitude est réduite (Maître et al., 2016). Le domaine apical pourrait être plus rigide et résister aux forces contractiles. En effet, il est enrichi en ezrine qui fixe le cytosquelette à la membrane et rigidifie la surface des cellules (Kunda et al., 2008 ; Diz-Muñoz et al., 2010 ; Liu et al., 2012). De surcroît, le domaine apical pourrait être moins contractile. Effectivement, j'ai observé que le domaine apical contient moins d'acto-myosine. Ceci est contrôlé par aPKC qui réprime la phosphorylation de la myosine au domaine apical. En effet, les doubles mutants maternels zygotiques pour deux isoformes d'aPKC (Prkcz et Prkci) perdent leur domaine apical et montrent des niveaux homogènes d'acto-myosine à leurs surfaces (Maître et al., 2016). Cette inhibition de la contractilité au domaine apical a des conséquences sur les ondes de contraction au stade 16-cellules. Si les ondes de contraction sont présentes au stade 16-cellules, tous les blastomères n'en produisent pas. La division du domaine apical peut être asymétrique et certaines cellules n'en héritent pas (Ziomek & Johnson, 1980 ; Johnson & Ziomek, 1981 ; Korotkevich et al., 2017). Ces dernières continueront à générer des ondes de contraction. En revanche, les cellules polarisées au stade 16-cellules montrent rarement des ondes de contraction et, si c'est le cas, celles-ci sont de faible amplitude (Maître et al., 2016). Puisque les contacts cellulaires et le domaine apical inhibent la contractilité, les ondes de contraction périodique se retrouvent contraintes dans un anneau à la surface des cellules.

Malgré ces quelques observations et manipulations, les ondes de contraction périodique restent un phénomène mécanique mystérieux. Comment leur période est-elle établie ? Comment la vitesse de propagation est-elle contrôlée ? Quelle est leur fonction dans la morphogénèse ou plus généralement dans le développement mammalien ? Seuls des efforts de caractérisation moléculaire et mécanique pourront aider à répondre à ces questions. Néanmoins, ces ondes de contraction vont nous permettre de mieux comprendre comment la masse cellulaire interne se forme.

thumbnail Figure 2

Images d'une cellule extraite d'un embryon au stade 8-cellules montrant des ondes de contraction. En haut, les images de contraste de phase de la membrane plasmique (mTmG) montrent les déformations à la surface de la cellule. En bas, les images montrent le cytosquelette d'actine (LifeAct-GFP) qui s'accumule au niveau de la déformation. À droite, le kymographe montre la déformation (petite courbure en bleu et grande courbure en rouge) autour du périmètre (axe des ordonnées) au cours du temps (axe des abscisses). Les lignes régulières en diagonale témoignent de l'onde de contraction qui fait le tour de la cellule. Barre d'échelle : 10 μm. D'après Maître et al., 2015.

Mécanique de l'internalisation des cellules

La formation de l'ICM est un événement clé du développement préimplantatoire puisque ces cellules engendreront tous les tissus de l'embryon de mammifère. Chez la souris, les premières cellules à adopter une position interne, isolée du milieu extra-embryonnaire, apparaissent au stade 16-cellules. Pour des raisons de géométrie et de minimisation d'énergie, l'augmentation du nombre de cellules dans l'embryon amène à l'internalisation de cellules. L'effet de minimisation de l'énergie est d'ailleurs renforcé par un volume embryonnaire maintenu constant et la compaction qui réduit la surface exposée. Ainsi, par ces simples arguments, on peut prédire que des cellules internes apparaîtront au stade 16-cellules mais que cela ne se produira pas avec moins de cellules (Goel et al., 1986). Néanmoins, une expérience contredit ces considérations théoriques : en effet, une seule cellule suffit pour en envelopper une autre. Si l'on isole une cellule au stade 8-cellules, celle-ci se divise, formant ainsi un 2/16e d'embryon. Suivant cette division, une cellule va complètement envelopper sa cellule sœur qui sera ainsi internalisée (Johnson & Ziomek, 1981). Il s'agit d'un contact cellulaire qui occupe la totalité de la surface de la cellule interne, ainsi la cellule n'est pas incorporée dans le cytoplasme de la cellule externe comme cela peut être le cas dans certains phénomènes d'entose (Overholtzer et al., 2007). Il est remarquable que la cellule internalisée exprime les marqueurs de l'ICM tandis que la cellule de surface est caractérisée par des marqueurs du TE (Dietrich & Hiiragi, 2007 ; Maître et al., 2016 ; Korotkevich et al., 2017). Ensuite, ce doublet de cellules continue à se diviser en 4/32e d'embryon. Cette structure poursuit son développement et forme une cavité similaire au blastocœle du blastocyste intact. En conclusion, un blastomère au stade 8-cellules peut former un mini-blastocyste en récapitulant la morphogénèse et la différenciation du premier lignage.

Puisqu'un blastomère peut être enveloppé par une seule autre cellule, la géométrie ne suffit pas pour expliquer l'internalisation des cellules et des mécanismes actifs doivent intervenir. Un mécanisme possible est l'orientation de la division par rapport à la surface de l'embryon. En effet, si le fuseau mitotique est perpendiculaire à la surface de l'embryon, une cellule fille sera poussée vers le centre de l'embryon. L'orientation du fuseau mitotique est contrôlée par le domaine apical qui se forme durant le stade 8-cellules (Dard et al., 2009b ; Korotkevich et al., 2017). Dans l'embryon préimplantatoire de souris, la présence de divisions avec une orientation déterminée est contestée. Suivant les études, les divisions orientées n'existent pas (Samarage et al., 2015), arrivent au hasard (Dard et al., 2009b) ou au contraire sont fréquentes (Watanabe et al., 2014 ; Strnad et al., 2016). J'ai, pour ma part, observé que seuls deux tiers des cellules sont internalisés au stade 16-cellules par une division orientée. Les différences d'observations ont de multiples causes possibles : le nombre de blastomères internalisés au stade 16-cellules varie d'un embryon à l'autre mais surtout d'une souche de souris à l'autre (Anani et al., 2014) ; la résolution temporelle pour détecter les divisions est différente ; les marqueurs utilisés pour visualiser les divisions diffèrent ; les méthodes de mesure d'angle ne sont pas les mêmes. Quoi qu'il en soit, les divisions orientées n'expliquent pas les évènements d'internalisation ayant lieu une fois la division terminée et elles n'offrent pas non plus de garantie que les cellules internalisées le demeurent. Enfin, les divisions orientées n'expliquent pas comment un blastomère peut être enveloppé par sa cellule sœur dans un 2/16e d'embryon. Il existe donc nécessairement un autre mécanisme que celui des divisions orientées.

Les expériences de tri cellulaire ont montré que des différences de contractilité peuvent amener au positionnement de cellules à la surface ou à l'intérieur d'un agrégat de cellules (Krieg et al., 2008). Lors des phénomènes d'entose, c'est également une différence de contractilité entre les cellules qui semble être responsable de l'internalisation d'une cellule (Overholtzer et al., 2007 ; Sun et al., 2014). J'ai observé qu'au stade 16-cellules, seulement certains blastomères génèrent des ondes de contraction périodique (Maître et al., 2016). Ces blastomères sont ceux qui adopteront une position interne durant le stade 16-cellules et formeront l'ICM. Ainsi, des différences de contractilité pourraient être à l'origine de l'internalisation des cellules de l'ICM. Cette différence de contractilité entre les blastomères au stade 16-cellules provient de la division asymétrique du domaine apical dont la contractilité est réduite dès le stade 8-cellules (Maître et al., 2016).

D'un point de vue théorique, le phénomène d'internalisation par enveloppement peut être simplement décrit par l'équation de Young-Dupré. Deux cellules en contact sont ainsi caractérisées par trois tensions de surface : une tension commune au contact γcc et deux tensions spécifiques à chaque cellule γcm1 et γcm2. De manière analogue au phénomène de compaction, à la différence près que désormais nous pouvons considérer des asymétries par rapport au contact cellulaire, les angles de contacts internes θ1 et θ2 sont définis par : γcc = γcm1 cos (θ1) + γcm2 cos (θ2). L'internalisation de la cellule à la tension la plus élevée γcm1 est complète lorsque θ1 devient zéro (tandis que θ2 atteint 180°). En collaboration avec le théoricien Hervé Turlier et comme d'autres auparavant (Steinberg, 1962b, 1963 ; Honda, 1983 ; Graner & Glazier, 1992 ; Brodland, 2002), nous avons exploré les valeurs des trois différentes tensions et leur effet sur le phénomène d'internalisation. Ceci peut être synthétisé en considérant les variations d’un paramètre de compaction α = γcc / 2 γcm1 et de l’asymétrie de tension δ = γcm1 / γcm2. Ceci révèle un seuil critique d'asymétrie δc = 1 + 2α au-delà duquel l'internalisation aura lieu (en d'autres mots, pour s'internaliser, la cellule doit avoir une tension plus élevée que la somme des tensions de la cellule voisine et du contact cellulaire). En mesurant le paramètre de compaction α de l'embryon de souris, on trouve que l'internalisation aura lieu au seuil critique δc = 1,5. Ce modèle, établi sur des paires de cellules, a pu être généralisé en trois dimensions à des agrégats de cellules. Les simulations résultantes de ce modèle démontrent qu'un seuil identique existe lorsqu'une cellule internalise un « embryon virtuel » de 16 cellules. Ainsi, c'est la même physique qui contrôle l'internalisation d'une cellule par une autre (type entose) ou par plusieurs cellules (type tri cellulaire). Comme nous l'avons également vu expérimentalement, l'enveloppement et le tri cellulaire sont en vérité le même phénomène qui se manifeste différemment selon le contexte.

Pour tester notre modèle qui reproduit fidèlement l'internalisation des cellules de l'embryon de souris, nous avons d'abord mesuré les tensions de surface des blastomères avant leur internalisation. À l'aide d'une micropipette, nous avons mesuré les tensions de surface au début du stade 16-cellules et suivi l'internalisation grâce à des marqueurs nucléaire et membranaire (Maître et al., 2016). Premièrement, nous avons observé que les cellules sœurs provenant de divisions symétriques ont des tensions identiques (δ proche de 1) tandis que celles provenant de divisions asymétriques ont des tensions différentes. Ceci indique que le mode de division détermine l'hétérogénéité des tensions des blastomères de l'embryon au stade 16-cellules. Les divisions asymétriques, bien que génératrices d'hétérogénéité de tension, donnent naissance à des cellules sœurs avec une asymétrie de tension systématiquement inférieure à 1,5. Ainsi, le seuil d'internalisation prédit par le modèle théorique n'est pas dépassé. Ceci est en accord avec le modèle car toutes les cellules que nous avons mesurées étaient encore à la surface de l'embryon et ne devraient donc pas avoir dépassé le seuil d'internalisation (Maître et al., 2016). Ensuite, nous avons manipulé la tension des cellules dans l'optique de contrôler leurs positions au sein de l'embryon. Pour cela, nous avons utilisé les mutants maternels pour le gène de la chaîne lourde de la myosine Myh9. Ces embryons mMyh9 sont viables et fertiles. Ils forment un blastocyste avec une ICM et du TE malgré leur défaut de compaction au stade 8-cellules, qui est dû à des tensions de surfaces des blastomères trois fois plus faibles que celles des embryons témoins. En greffant un blastomère sauvage sur un embryon mMyh9, nous obtenons un embryon chimérique dans lequel une cellule a une tension de surface qui lui permet de dépasser le seuil d'internalisation (δc = 1 + 2α = 2,6 dans le cas des embryons mMyh9 qui sont moins compactés, α = 0,8, que les embryons sauvages, α = 0,25). Dans ce cas, comme dans les simulations équivalentes (Figure 3), nous observons l'internalisation de la cellule greffée, ceci à une fréquence deux fois plus élevée que lorsqu'une cellule sauvage est greffée sur un embryon sauvage. En revanche, la greffe d'un blastomère mMyh9, à la tension faible, sur un embryon sauvage ne permet pas à la cellule greffée de dépasser le seuil d'internalisation. Mises en compétition avec des cellules sauvages, les mMyh9 restent à la surface. Comme c'est le cas dans les simulations, les cellules moins tendues sont très largement étirées à la surface de l'embryon, recouvrant ainsi un grand nombre de cellules de l'embryon sauvage (Maître et al., 2016). En conclusion de ces expériences, le contrôle de la contractilité des cellules nous permet de maîtriser leurs tensions de surface qui déterminent leurs positions dans l'embryon (Maître et al., 2016).

Si la contractilité contrôle la position des blastomères, elle devrait déterminer leur lignage. Effectivement, la différenciation en TE ou en ICM repose sur l'information positionnelle reçue par les blastomères via les contacts cellulaires et le domaine apical à la surface de l'embryon (Cockburn et al., 2013 ; Hirate et al., 2013). Pour vérifier si la contractilité impacte la différenciation des cellules, nous avons observé les embryons mMyh9 ou des embryons traités avec de la blebbistatine. Dans les embryons témoins, les marqueurs tels que les niveaux de Cdx2, exprimé uniquement dans le TE (Ralston & Rossant, 2008), ou de Yap, principalement nucléaire dans le TE et cytoplasmique dans l'ICM (Wada et al., 2011 ; Hirate et al., 2012), sont corrélés avec la position des blastomères à la fin du stade 16-cellules. Lorsque la contractilité est réduite, cette corrélation diminue, indiquant qu'effectivement la contractilité influe sur l'établissement des lignages (Maître et al., 2016). Malheureusement, l'inhibition globale de la contractilité par perte de l'allèle maternel de Myh9 ou par traitement avec la blebbistatine n'a que peu d'effet sur la position des cellules. En effet, même avec une contractilité réduite, les divisions orientées permettent l'internalisation des cellules (les deux tiers d'entre elles d'après mes expériences). Afin d'obtenir un résultat sans équivoque, nous nous sommes tournés vers les blastomères isolés au stade 8-cellules, qui forment une cellule interne et une cellule externe après division asymétrique et ce sans division orientée (Johnson & Ziomek, 1981 ; Dietrich & Hiiragi, 2007). La cellule interne montre les mêmes marqueurs qu'une cellule interne dans un embryon intact et il en est de même pour la cellule externe (Dietrich & Hiiragi, 2007 ; Korotkevich et al., 2017). Dans cette configuration, la blebbistatine empêche l'internalisation des cellules (Maître et al., 2016). Comme attendu, le doublet de cellules est peu compacté et le contact est symétrique (aucune des deux cellules n'a de position plus interne que l'autre). Dans ce cas, les deux cellules adoptent le même lignage : celui de précurseur à l'ICM. Ainsi, comme prévu, la perte de contractilité amène les deux cellules à adopter la même position et le même lignage. La contractilité contrôle donc, au moins de manière indirecte, le lignage des cellules du blastocyste. Ce qui surprend est la nature du lignage adopté. Comme les deux cellules prennent une position externe, on s'attendrait à ce qu'elles adoptent donc toutes les deux le lignage TE (Cockburn et al., 2013 ; Hirate et al., 2013). C'est en effet le cas des mutants Cdh1 qui forment de petits contacts cellulaires (Stephenson et al., 2010). Ce résultat inattendu indique que la contractilité doit fonctionner correctement pour que les cellules adoptent le lignage correspondant à leur position. Ceci suggère que la contractilité agit sur l'établissement des lignages du blastocyste de manière plus directe qu'attendu. Pour expliquer ce résultat, nous pouvons émettre une hypothèse : en plus de la polarité et des contacts cellulaires (Cockburn et al., 2013 ; Hirate et al., 2013), les blastomères pourraient recevoir des signaux mécaniques de leur environnement. Plusieurs observations appuient cette hypothèse. La polarité et les contacts cellulaires contrôlent le lignage des cellules par la localisation subcellulaire de la protéine Yap. Des expériences menées sur des cultures cellulaires montrent que Yap est contrôlée par des informations mécaniques (Halder et al., 2012). Effectivement, étirer des cellules en culture suffit à induire l'import de Yap dans le noyau (Dupont et al., 2011 ; Benham-Pyle et al., 2015). Dans l'embryon, les cellules de surface sont étirées et Yap est principalement nucléaire (Chazaud & Yamanaka, 2016). De même, lorsque les cellules en culture sont traitées avec la blebbistatine, Yap sort du noyau et se retrouve dans le cytoplasme (Dupont et al., 2011), comme c'est le cas pour les blastomères de l'embryon de souris. Ainsi, la mécano-sensation pourrait être impliquée dans l'établissement des tous premiers lignages de l'embryon de mammifère.

Pour résumer, le mécanisme amenant à l'internalisation de la masse cellulaire interne est le suivant. La division asymétrique d'un domaine peu contractile crée des populations de cellules à la contractilité différente. Ces cellules entrent ainsi en compétition et un processus de tri cellulaire conduit à l'internalisation des cellules les plus contractiles si elles génèrent des tensions leur permettant de dépasser un seuil. Ce mécanisme d'internalisation présente plusieurs « avantages » pour l'embryon (Maître et al., 2016). Premièrement, il assure une sécurité intégrée (fail-safe) faisant en sorte que les cellules internalisées par division orientée restent à l'intérieur si jamais elles se retrouvaient poussées vers la surface (par exemple, comme cela arrive fréquemment au cours de la division de cellules voisines). Deuxièmement, la présence d'un seuil permet à l'embryon de contrôler le nombre de cellules à internaliser. Le nombre de blastomères internes au stade 16-cellules varie selon les souches de souris mais est souvent inférieur au nombre de divisions asymétriques (Anani et al., 2014 ; Korotkevich et al., 2017), qui devraient en principe entraîner l'internalisation d'un nombre équivalent de cellules. Le mécanisme que nous avons identifié apporte une explication à cet écart qui n'en avait pas jusqu'à présent. En effet, la division asymétrique ne suffit pas, il faut en plus dépasser le seuil d'internalisation. Troisièmement, ce mécanisme couple l'internalisation des précurseurs de l'ICM à la formation d'un épithélium squameux à la surface de l'embryon. En effet, en s'internalisant, les blastomères étirent les cellules qui restent en surface et participent ainsi à l'acquisition d'une des propriétés du TE. Enfin, en faisant en sorte que le mécanisme responsable de l'internalisation soit couplé au mécanisme de différenciation des cellules, l'embryon s'assure que les tissus se forment au bon endroit et au bon moment. Des études plus poussées seront nécessaires afin de déterminer ce qui contrôle le dépassement du seuil et si le couplage entre morphogénèse et différenciation est effectivement de nature mécano-sensible.

thumbnail Figure 3

Comparaison entre expériences et simulations du comportement de chimères. Des cellules d'embryons sauvages (magenta, WT) ou déficients pour l'allèle maternel du gène de la myosine Myh9 (vert, mMyh9) sont greffées sur des embryons hôtes et observés au microscope. Les cellules WT ayant une tension de surface plus élevée que les cellules mMyh9, les cellules WT s'internalisent dans les embryons mMyh9 (d) tandis que les cellules mMyh9 recouvrent les embryons WT (g). Les simulations récapitulent les expériences en modifiant le rapport de tension (δ) des cellules vertes et magenta. Barre d'échelle : 10 μm. Extrait de (Maître et al., 2016).

Conclusions

L'architecture du blastocyste est essentielle à l'implantation de l'embryon de mammifère et à son développement à venir (Stephenson et al., 2010 ; Cockburn et al., 2013 ; Hirate et al., 2013 ; Maître et al., 2016). L'établissement de cette architecture repose sur des propriétés mécaniques qui jusqu'à présent restaient inconnues. En mesurant ces propriétés mécaniques, nous avons pu élaborer un modèle théorique permettant de simuler in silico la compaction et l'internalisation des cellules qui constitueront l'ICM (Maître et al., 2015, 2016). Ceci fut possible grâce au fait que l'embryon préimplantatoire est un excellent modèle pour étudier la mécanique (cellules accessibles, suffisamment grosses, développement lent permettant de multiples mesures). Ces mesures ont également révélé le rôle primordial de la contractilité. Bien que se développant à une échelle de temps plus lente que chez d'autres organismes vertébrés ou invertébrés, les forces contractiles restent un processus cellulaire majeur de la morphogénèse du blastocyste. Ce moteur, conservé dans l'évolution animale, a aussi gardé sa propriété pulsatile à une échelle de temps courte (Maître et al., 2015). Dans le cas du blastocyste, réconcilier les échelles de temps de la contractilité et de la morphogénèse demandera de nouvelles études.

Références

  • Anani, S., Bhat, S., Honma-Yamanaka, N., Krawchuk, D., Yamanaka, Y. (2014). Initiation of Hippo signaling is linked to polarity rather than to cell position in the pre-implantation mouse embryo. Development, 141, 2813-2824. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Anastasiadis, P.Z. (2007). p120-ctn: a nexus for contextual signaling via Rho GTPases. Biochim Biophys Acta, 1773, 34-46. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Bedzhov, I., Liszewska, E., Kanzler, B., Stemmler, M.P. (2012). Igf1r signaling is indispensable for preimplantation development and is activated via a novel function of E-cadherin. PLoS Genet, 8, e1002609. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Bement, W.M., Leda, M., Moe, A.M., Kita, A.M., Larson, M.E., Golding, A.E., Pfeuti, C., Su, K.-C., Miller, A.L., Goryachev, A.B., von Dassow G. (2015). Activator-inhibitor coupling between Rho signalling and actin assembly makes the cell cortex an excitable medium. Nat Cell Biol, 17, 1471-1483. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Benham-Pyle, B.W., Pruitt, B.L., Nelson, W.J. (2015). Cell adhesion. Mechanical strain induces E-cadherin-dependent Yap1 and β-catenin activation to drive cell cycle entry. Science, 348, 1024-1027. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Bertet, C., Sulak, L., Lecuit, T. (2004). Myosin-dependent junction remodelling controls planar cell intercalation and axis elongation. Nature, 429, 667-671. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Blij, S., Frum, T., Akyol, A., Fearon, E., Ralston, A. (2012). Maternal Cdx2 is dispensable for mouse development. Development, 139, 3969-3972. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Brodland, G. (2002). The differential interfacial tension hypothesis (DITH): a comprehensive theory for the self-rearrangement of embryonic cells and tissues. J Biomech Eng, 124, 188-197. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Chan, E.H., Chavadimane Shivakumar, P., Clément, R., Laugier, E., Lenne, P.-F. (2017). Patterned cortical tension mediated by N-cadherin controls cell geometric order in the Drosophila eye. Elife, 6. doi: 10.7554/eLife.22796. [CrossRef] [Google Scholar]
  • Charras, G., Paluch, E. (2008). Blebs lead the way: how to migrate without lamellipodia. Nat Rev Mol Cell Biol, 9, 730-736. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Charras, G., Coughlin, M., Mitchison, T., Mahadevan, L. (2007). Life and times of a cellular bleb. Biophys J, 94, 1836-1853. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Chazaud, C., Yamanaka, Y. (2016). Lineage specification in the mouse preimplantation embryo. Development, 143, 1063-1074. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Clark, A.G., Wartlick, O., Salbreux, G., Paluch, E.K. (2014). Stresses at the cell surface during animal cell morphogenesis. Curr Biol, 24, R484-R494. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Cockburn, K., Biechele, S., Garner, J., Rossant, J. (2013). The Hippo pathway member Nf2 is required for inner cell mass specification. Curr Biol, 23, 1195-1201. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Conti, M.A., Even-Ram, S., Liu, C., Yamada, K.M., Adelstein, R.S. (2004). Defects in cell adhesion and the visceral endoderm following ablation of nonmuscle myosin heavy chain II-A in mice. J Biol Chem, 279, 41263-41266. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Dard, N., Le, T., Maro, B., Louvet-Vallée, S. (2009a). Inactivation of aPKClambda reveals a context dependent allocation of cell lineages in preimplantation mouse embryos. PLoS ONE, 4, e7117. [CrossRef] [Google Scholar]
  • Dard, N., Louvet-Vallée, S., Maro, B. (2009b). Orientation of mitotic spindles during the 8- to 16-cell stage transition in mouse embryos. PLoS ONE, 4, e8171. [CrossRef] [Google Scholar]
  • David, R., Luu, O., Damm, E.W., Wen, J.W.H., Nagel, M., Winklbauer, R. (2014). Tissue cohesion and the mechanics of cell rearrangement. Development, 141, 3672-3682. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • de Laplace, P.M. Traité de mécanique céleste, Gauthier-Villars, Paris, 1825. [Google Scholar]
  • de Vries, W.N., Evsikov, A.V., Haac, B.E., Fancher, K.S., Holbrook, A.E., Kemler, R., Solter, D., Knowles, B.B. (2004). Maternal beta-catenin and E-cadherin in mouse development. Development, 131, 4435-4445. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Dietrich, J.-E., Hiiragi, T. (2007). Stochastic patterning in the mouse pre-implantation embryo. Development, 134, 4219-4231. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Diz-Muñoz, A., Krieg, M., Bergert, M., Ibarlucea-Benitez, I., Muller, D.J., Paluch, E., Heisenberg, C.-P. (2010). Control of Directed cell migration in vivo by membrane-to-Cortex Attachment. PLoS Biol, 8, e1000544. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Ducibella, T., Ukena, T., Karnovsky, M., Anderson, E. (1977). Changes in cell surface and cortical cytoplasmic organization during early embryogenesis in the preimplantation mouse embryo. J Cell Biol, 74, 153-167. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Dupont, S., Morsut, L., Aragona, M., Enzo, E., Giulitti, S., Cordenonsi, M., Zanconato, F., Le Digabel, J., Forcato, M., Bicciato, S., Elvassore, N., Piccolo, S. (2011). Role of YAP/TAZ in mechanotransduction. Nature, 474, 179-183. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Dupré, A., Dupré, P. Théorie mécanique de la chaleur. Annales de Chimie et de Physique, Gauthier-Villars, Paris, 1869. [Google Scholar]
  • Evans, E., Yeung, A. (1989). Apparent viscosity and cortical tension of blood granulocytes determined by micropipet aspiration. Biophys J, 56, 151-160. [Google Scholar]
  • Fierro-González, J.C., White, M.D., Silva, J.C., Plachta, N. (2013). Cadherin-dependent filopodia control preimplantation embryo compaction. Nat Cell Biol, 15, 1-10. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Fink, J., Carpi, N., Betz, T., Bétard, A., Chebah, M., Azioune, A., Bornens, M., Sykes, C., Fetler, L., Cuvelier, D., Piel, M. (2011). External forces control mitotic spindle positioning. Nat Cell Biol, 13, 771-778. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Frankenberg, S.R., de Barros, F.R.O., Rossant, J., Renfree, M.B. (2016). The mammalian blastocyst. WIREs Dev Biol, 5, 210-232. [Google Scholar]
  • Fujinami, N., Kageyama, T. (1975). Circus movement in dissociated embryonic cells of a teleost Oryzias latipes. J Cell Sci, 19, 169-182. [PubMed] [Google Scholar]
  • Goehring, N.W., Trong, P.K., Bois, J.S., Chowdhury, D., Nicola, E.M., Hyman, A.A., Grill, S.W. (2011). Polarization of PAR proteins by advective triggering of a pattern-forming system. Science, 334, 1137-1141. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Goel, N.S., Doggenweiler, C.F., Thompson, R.L. (1986). Simulation of cellular compaction and internalization in mammalian embryo development as driven by minimization of surface energy. Bull Math Biol, 48, 167-187. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Graham, S.J.L., Zernicka-Goetz, M. (2016). The acquisition of cell fate in mouse development: how do cells first become heterogeneous? Curr Top Dev Biol, 117, 671-695. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Graner, F., Glazier, J. (1992). Simulation of biological cell sorting using a two-dimensional extended Potts model. Phys Rev Lett, 69, 2013-2016. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Guevorkian, K., Maître, J.L. (2017). Micropipette aspiration: A unique tool for exploring cell and tissue mechanics in vivo. Methods Cell Biol, 139, 187-201. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Halder, G., Dupont, S., Piccolo, S. (2012). Transduction of mechanical and cytoskeletal cues by YAP and TAZ. Nat Rev Mol Cell Biol, 13, 591-600. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Heisenberg, C.-P., Bellaïche, Y. (2013). Forces in tissue morphogenesis and patterning. Cell, 153, 948-962. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Hirate, Y., Cockburn, K., Rossant, J., Sasaki, H. (2012). Tead4 is constitutively nuclear, while nuclear vs. cytoplasmic Yap distribution is regulated in preimplantation mouse embryos. Proc Natl Acad Sci USA, 109, E3389–90–author reply E3391–2. [CrossRef] [Google Scholar]
  • Hirate, Y., Hirahara, S., Inoue, K.-I., Suzuki, A., Alarcon, V.B., Akimoto, K., Hirai, T., Hara, T., Adachi, M., Chida, K., Ohno, S., Marikawa, Y., Nakao, K., Shimono, A., Sasaki, H. (2013). Polarity-dependent distribution of angiomotin localizes Hippo signaling in preimplantation embryos. Curr Biol, 23, 1181-1194. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Honda, H. (1983). Geometrical models for cells in tissues. Int Rev Cytol, 81, 191-248. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Hyafil, F., Morello, D., Babinet, C., Jacob, F. (1980). A cell surface glycoprotein involved in the compaction of embryonal carcinoma cells and cleavage stage embryos. Cell, 21, 927-934. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Johnson, M.H., Ziomek, C.A. (1981). The foundation of two distinct cell lineages within the mouse morula. Cell, 24, 71-80. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Kaneko, K.J., DePamphilis, M.L. (2013). TEAD4 establishes the energy homeostasis essential for blastocoel formation. Development, 140, 3680-3690. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Kemler, R., Babinet, C., Eisen, H., Jacob, F. (1977). Surface antigen in early differentiation. Proc Natl Acad Sci USA, 74, 4449-4452. [CrossRef] [Google Scholar]
  • Kim, H.Y., Davidson, L.A. (2011). Punctuated actin contractions during convergent extension and their permissive regulation by the non-canonical Wnt-signaling pathway. J Cell Sci, 124, 635-646. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Klompstra, D., Anderson, D.C., Yeh, J.Y., Zilberman, Y., Nance, J. (2015). An instructive role for C. elegans E-cadherin in translating cell contact cues into cortical polarity. Nat Cell Biol, 17, 726-735. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Korotkevich, E., Niwayama, R., Courtois, A., Friese, S., Berger, N., Buchholz, F., Hiiragi, T. (2017). The apical domain is required and sufficient for the first lineage segregation in the mouse embryo. Dev Cell, 40, 235-247 e237. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Krieg, M., Arboleda-Estudillo, Y., Puech, P., Kafer, J., Graner, F., Muller, D., Heisenberg, C. (2008). Tensile forces govern germ-layer organization in zebrafish. Nat Cell Biol, 10, 429-436. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Kunda, P., Pelling, A., Liu, T., Baum, B. (2008). Moesin controls cortical rigidity, cell rounding, and spindle morphogenesis during mitosis. Curr Biol, 18, 91-101. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Larue, L., Ohsugi, M., Hirchenhain, J., Kemler, R. (1994). E-cadherin null mutant embryos fail to form a trophectoderm epithelium. Proc Natl Acad Sci USA, 91, 8263-8267. [CrossRef] [Google Scholar]
  • Liu, Y., Belkina, N.V., Park, C., Nambiar, R., Loughhead, S.M., Patiño-López, G., Ben-Aissa, K., Hao, J.-J., Kruhlak, M.J., Qi, H., von Andrian, U.H., Kehrl, J.H., Tyska, M.J., Shaw, S. (2012). Constitutively active ezrin increases membrane tension, slows migration, and impedes endothelial transmigration of lymphocytes in vivo in mice. Blood, 119, 445-453. [CrossRef] [Google Scholar]
  • Lorthongpanich, C., Doris, T.P.Y., Limviphuvadh, V., Knowles, B.B. Solter, D. (2012). Developmental fate and lineage commitment of singled mouse blastomeres. Development, 139, 3722-3731. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Louvet, S., Aghion, J., Santa-Maria, A., Mangeat, P., Maro, B. (1996). Ezrin becomes restricted to outer cells following asymmetrical division in the preimplantation mouse embryo. Dev Biol, 177, 568-579. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Maître, J.L., Berthoumieux, H., Krens, S.F.G., Salbreux, G., Julicher, F., Paluch, E., Heisenberg, C.P. (2012). Adhesion functions in cell sorting by mechanically coupling the cortices of adhering cells. Science, 338, 253-256. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Maître, J.-L., Heisenberg, C.-P. (2013). Three functions of cadherins in cell adhesion. Curr Biol, 23, R626-R633. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Maître, J.-L., Niwayama, R., Turlier, H., Nédélec, F., Hiiragi, T. (2015). Pulsatile cell-autonomous contractility drives compaction in the mouse embryo. Nat Cell Biol, 17, 849-855. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Maître, J.-L., Turlier, H., Illukkumbura, R., Eismann, B., Niwayama, R., Nédélec, F., Hiiragi, T. (2016). Asymmetric division of contractile domains couples cell positioning and fate specification. Nature, 536, 344-348. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Martin, A., Kaschube, M., Wieschaus, E. (2009). Pulsed contractions of an actin-myosin network drive apical constriction. Nature, 457, 495-499. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Mayer, M., Depken, M., Bois, J.S., Jülicher, F., Grill, S.W. (2010). Anisotropies in cortical tension reveal the physical basis of polarizing cortical flows. Nature, 467, 617-621. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Mitchison, J.M., Swann, M.M. (1954). The mechanical properties of the cell surface I. The cell elastimeter. J Exp Biol, 31, 443-460. [Google Scholar]
  • Munro, E., Nance, J., Priess, J. (2004). Cortical flows powered by asymmetrical contraction transport PAR proteins to establish and maintain anterior-posterior polarity in the early C. elegans embryo. Dev Cell, 7, 413-424. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Natale, D.R., Watson, A.J. (2002). Rac-1 and IQGAP are potential regulators of E-cadherin-catenin interactions during murine preimplantation development. Mech Dev, 119 Suppl (1), S21- S26. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Nishioka, N., Yamamoto, S., Kiyonari, H., Sato, H., Sawada, A., Ota, M., Nakao, K., Sasaki, H. (2008). Tead4 is required for specification of trophectoderm in pre-implantation mouse embryos. Mech Dev, 125, 270-283. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Ohsugi, M., Butz, S., Kemler, R. (1999). Beta-catenin is a major tyrosine-phosphorylated protein during mouse oocyte maturation and preimplantation development. Dev Dyn, 216, 168-176. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Overholtzer, M., Mailleux, A.A., Mouneimne, G., Normand, G., Schnitt, S.J., King, R.W., Cibas, E.S., Brugge, J.S. (2007). A nonapoptotic cell death process, entosis, that occurs by cell-in-cell invasion. Cell, 131, 966-979. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Padmanabhan, A., Ong, H.T., Zaidel-Bar, R. (2016). Non-junctional E-Cadherin Clusters Regulate the Actomyosin Cortex in the C. elegans Zygote. Current Biology, 27, 103-112. [CrossRef] [Google Scholar]
  • Perez, T.D., Tamada, M., Sheetz, M.P., Nelson, W.J. (2008). Immediate-early signaling induced by E-cadherin engagement and adhesion. J Biol Chem, 283, 5014-5022. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Plusa, B., Frankenberg, S., Chalmers, A., Hadjantonakis, A.-K., Moore, C.A., Papalopulu, N., Papaioannou, V.E., Glover, D.M., Zernicka-Goetz, M. (2005). Downregulation of Par3 and aPKC function directs cells towards the ICM in the preimplantation mouse embryo. J Cell Sci, 118, 505-515. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Pollard, T.D. (2010). Mechanics of cytokinesis in eukaryotes. Curr Opin Cell Biol, 22, 50-56. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Pratt, H.P., Ziomek, C.A., Reeve, W.J., Johnson, M.H. (1982). Compaction of the mouse embryo: an analysis of its components. J Embryol Exp Morphol, 70, 113-132. [PubMed] [Google Scholar]
  • Ralston, A., Rossant, J. (2008). Cdx2 acts downstream of cell polarization to cell-autonomously promote trophectoderm fate in the early mouse embryo. Dev Biol, 313, 614-629. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Rauzi, M., Verant, P., Lecuit, T., Lenne, P.-F. (2008). Nature and anisotropy of cortical forces orienting Drosophila tissue morphogenesis. Nat Cell Biol, 10, 1401-1410. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Roh-Johnson, M., Shemer, G., Higgins, C.D., McClellan, J.H., Werts, A.D., Tulu, U.S., Gao, L., Betzig, E., Kiehart, D.P., Goldstein, B. (2012). Triggering a cell shape change by exploiting preexisting actomyosin contractions. Science, 335, 1232-1235. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Rossant, J. (2016). Making the Mouse blastocyst: past, present, and future. Curr Top Dev Biol, 117, 275-288. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Samarage, C.R., White, M.D., Álvarez, Y.D., Fierro-González, J.C., Henon, Y., Jesudason, E.C., Bissiere, S., Fouras, A., Plachta, N. (2015). Cortical tension allocates the first inner cells of the mammalian embryo. Dev Cell, 34, 435-447. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Sasaki, H. (2015). Position- and polarity-dependent Hippo signaling regulates cell fates in preimplantation mouse embryos. Sem Cell Dev Biol, 47-48, 80-87. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Sefton, M., Johnson, M.H., Clayton, L. (1992). Synthesis and phosphorylation of uvomorulin during mouse early development. Development, 115, 313-318. [PubMed] [Google Scholar]
  • Sefton, M., Johnson, M.H., Clayton, L., McConnell, J.M. (1996). Experimental manipulations of compaction and their effects on the phosphorylation of uvomorulin. Mol Reprod Dev, 44, 77-87. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Shirayoshi, Y., Okada, T.S., Takeichi, M. (1983). The calcium-dependent cell-cell adhesion system regulates inner cell mass formation and cell surface polarization in early mouse development. Cell, 35, 631-638. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Solon, J., Kaya-Copur, A., Colombelli, J., Brunner, D. (2009). Pulsed forces timed by a ratchet-like mechanism drive directed tissue movement during dorsal closure. Cell, 137, 1331-1342. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Steinberg, M.S. (1962a). Mechanism of tissue reconstruction by dissociated cells. II. Time-course of events. Science, 137, 762-763. [CrossRef] [Google Scholar]
  • Steinberg, M.S. (1962b). On the mechanism of tissue reconstruction by dissociated cells, III. Free energy relations and the reorganization of fused, heteronomic tissue fragments. Proc Natl Acad Sci USA, 48, 1769-1776. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Steinberg, M.S. (1963). Reconstruction of tissues by dissociated cells. Some morphogenetic tissue movements and the sorting out of embryonic cells may have a common explanation. Science, 141, 401-408. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Steinberg, M.S., Takeichi, M. (1994). Experimental specification of cell sorting, tissue spreading, and specific spatial patterning by quantitative differences in cadherin expression. Proc Natl Acad Sci USA, 91, 206-209. [CrossRef] [Google Scholar]
  • Stephenson, R.O., Yamanaka, Y., Rossant, J. (2010). Disorganized epithelial polarity and excess trophectoderm cell fate in preimplantation embryos lacking E-cadherin. Development, 137, 3383-3391. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Stirbat, T.V., Mgharbel, A., Bodennec, S., Ferri, K., Mertani, H.C., Rieu, J.-P., Delanoë-Ayari, H. (2013). Fine Tuning of tissues' viscosity and surface tension through contractility suggests a new role for α-Catenin. PLoS ONE, 8, e52554. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Strnad, P., Gunther, S., Reichmann, J., Krzic, U., Balazs, B., de Medeiros, G., Norlin, N., Hiiragi, T., Hufnagel, L., Ellenberg, J. (2016). Inverted light-sheet microscope for imaging mouse pre-implantation development. Nat Methods, 13, 139-142. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Sun, Q., Luo, T., Ren, Y., Florey, O., Shirasawa, S., Sasazuki, T., Robinson, D.N., Overholtzer, M. (2014). Competition between human cells by entosis. Cell Res, 24, 1299-1310. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Turing, A. (1952). The chemical basis of morphogenesis. Phil Trans R Soc Lond, 237, 37-72. [Google Scholar]
  • Urushihara, H., Takeichi, M. (1980). Cell-cell adhesion molecule: identification of a glycoprotein relevant to the Ca2+-independent aggregation of Chinese hamster fibroblasts. Cell, 20, 363-371. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Vinot, S., Le, T., Maro, B., Louvet-Vallée, S. (2004). Two PAR6 proteins become asymmetrically localized during establishment of polarity in mouse oocytes. Curr Biol, 14, 520-525. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Wada, K.-I., Itoga, K., Okano, T., Yonemura, S., Sasaki, H. (2011). Hippo pathway regulation by cell morphology and stress fibers. Development, 138, 3907-3914. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Watanabe, T., Biggins, J.S., Tannan, N.B., Srinivas, S. (2014). Limited predictive value of blastomere angle of division in trophectoderm and inner cell mass specification. Development, 141, 2279-2288. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Wicklow, E., Blij, S., Frum, T., Hirate, Y., Lang, R.A., Sasaki, H., Ralston, A. (2014). HIPPO pathway members restrict SOX2 to the inner cell mass where it promotes ICM fates in the mouse blastocyst. PLoS Genet, 10, e1004618. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Wildenberg, G.A., Dohn, M.R., Carnahan, R.H., Davis, M.A., Lobdell, N.A., Settleman, J., Reynolds, A.B. (2006). p120-catenin and p190RhoGAP regulate cell-cell adhesion by coordinating antagonism between Rac and Rho. Cell, 127, 1027-1039. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Winkel, G.K., Ferguson, J.E., Takeichi, M., Nuccitelli, R. (1990). Activation of protein kinase C triggers premature compaction in the four-cell stage mouse embryo. Dev Biol, 138, 1-15. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Yanagisawa, M., Anastasiadis, P.Z. (2006). p120 catenin is essential for mesenchymal cadherin-mediated regulation of cell motility and invasiveness. J Cell Biol, 174, 1087-1096. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Young, T. (1805). An essay on the cohesion of fluids. Phil Trans R Soc Lond, 95, 65-87. [Google Scholar]
  • Yu, H.H., Dohn, M.R., Markham, N.O., Coffey, R.J., Reynolds, A.B. (2015). p120-catenin controls contractility along the vertical axis of epithelial lateral membranes. J Cell Sci, 129, 80-94. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Zaidel-Bar, R. (2013). Cadherin adhesome at a glance. J Cell Sci, 126, 373-378. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Ziomek, C.A., Johnson, M.H. (1980). Cell surface interaction induces polarization of mouse 8-cell blastomeres at compaction. Cell, 21, 935-942. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]

Citation de l'article : Maître, J.-L. (2017). Mécanique de la formation de la masse cellulaire interne chez la souris. Biologie Aujourd'hui, 211, 137-148

Liste des figures

thumbnail Figure 1

Cartographie des tensions de surface durant la compaction de l'embryon de souris au stade 8-cellules. Une micropipette de rayon Rp permet de déformer une cellule de rayon de courbure Rc avec une pression Pc pour déterminer la tension de surface γcm. La tension aux contacts cellulaires γcc peut être calculée en fonction des tensions de surface et des angles de contact θ. A droite, un embryon de souris est montré à plusieurs moments du stade 8-cellules (hh :mm). Barre d'échelle : 10 μm. D'après Maître et al., 2015.
Dans le texte
thumbnail Figure 2

Images d'une cellule extraite d'un embryon au stade 8-cellules montrant des ondes de contraction. En haut, les images de contraste de phase de la membrane plasmique (mTmG) montrent les déformations à la surface de la cellule. En bas, les images montrent le cytosquelette d'actine (LifeAct-GFP) qui s'accumule au niveau de la déformation. À droite, le kymographe montre la déformation (petite courbure en bleu et grande courbure en rouge) autour du périmètre (axe des ordonnées) au cours du temps (axe des abscisses). Les lignes régulières en diagonale témoignent de l'onde de contraction qui fait le tour de la cellule. Barre d'échelle : 10 μm. D'après Maître et al., 2015.
Dans le texte
thumbnail Figure 3

Comparaison entre expériences et simulations du comportement de chimères. Des cellules d'embryons sauvages (magenta, WT) ou déficients pour l'allèle maternel du gène de la myosine Myh9 (vert, mMyh9) sont greffées sur des embryons hôtes et observés au microscope. Les cellules WT ayant une tension de surface plus élevée que les cellules mMyh9, les cellules WT s'internalisent dans les embryons mMyh9 (d) tandis que les cellules mMyh9 recouvrent les embryons WT (g). Les simulations récapitulent les expériences en modifiant le rapport de tension (δ) des cellules vertes et magenta. Barre d'échelle : 10 μm. Extrait de (Maître et al., 2016).
Dans le texte

Les statistiques affichées correspondent au cumul d'une part des vues des résumés de l'article et d'autre part des vues et téléchargements de l'article plein-texte (PDF, Full-HTML, ePub... selon les formats disponibles) sur la platefome Vision4Press.

Les statistiques sont disponibles avec un délai de 48 à 96 heures et sont mises à jour quotidiennement en semaine.

Le chargement des statistiques peut être long.