EDP Sciences logo
Authentification abonné
rechercher
Menu
Accueil Tous les numéros Volume 211 / Numéro 2 (2017) Biologie Aujourd'hui, 211 2 (2017) 149-154 Full HTML
Accès gratuit
Numéro
Biologie Aujourd'hui
Volume 211, Numéro 2, 2017
Page(s) 149 - 154
Section Nouvelles stratégies antibactériennes
DOI https://doi.org/10.1051/jbio/2017020
Publié en ligne 13 décembre 2017

© Société de Biologie, 2017

Introduction

Face à la résistance bactérienne aux antibiotiques (Boucher et al., 2009, 2013 ; Fraimow & Tsigrelis, 2011 ; CDC, 2013 ; Page & Bush, 2014 ; Pierluigi et al., 2015 ; Watkins & Bonomo, 2016), un nouveau défi concerne la caractérisation des paramètres qui modulent la concentration interne en molécules nécessaires à l'activité thérapeutique. Ainsi, pour ce qui intéresse le développement d'antibiotiques ciblant les bactéries Gram négatives, le challenge est d'évaluer la diffusion de la molécule à travers les deux membranes, externe et interne (ou cytoplasmique), qui entourent le cytoplasme de la bactérie et qui contiennent entre elles le périplasme. Franchir la barrière membranaire afin d'atteindre la concentration inhibitrice au voisinage de la cible est l'étape clé pour l'antibiotique (Nikaido, 2003 ; Pagès et al., 2008 ; Delcour, 2009 ; Silver, 2011 ; Li et al., 2015 ; Zgurskaya et al., 2015 ; Shuster et al., 2016). Une illustration est présentée sur la Figure 1.

Malgré plusieurs décennies et de nombreux travaux portant sur l'activité des antibiotiques sur les bactéries à l'aide de différentes approches, aucun consensus ou protocole solide n'ont été proposés concernant l'analyse de la cinétique et de l'accumulation intracellulaire dans les populations bactériennes et/ou dans la bactérie isolée. Ce point est essentiel pour comprendre la translocation dans la bactérie et la première étape de l'action antibactérienne (Stavenger & Winterhalter, 2014 ; Masi et al., 2017). Actuellement, ce défaut de méthodes appropriées constitue un blocage pour l'amélioration de molécules existantes et/ou la mise au point de nouvelles molécules ayant une activité antibactérienne renforcée sur les souches résistantes. Le Consortium Européen Translocation (www.translocation.eu) a pour but de développer les recherches afin de résoudre ce problème de pénétration et d'expulsion des antibiotiques chez les Gram négatives (Stavenger & Winterhalter, 2014).

Plusieurs programmes de recherche ont été initiés afin de mettre au point des méthodes et des outils solides pour identifier, quantifier et localiser la concentration intra-bactérienne d'antibiotiques et ainsi étudier le rôle des mécanismes de résistance associés à la membrane (Influx, Efflux) contrôlant l'accumulation des molécules antibactériennes. Deux approches méthodologiques ont récemment permis l'étude d'antibiotiques couramment prescrits en médecine sans en modifier la structure ou l'activité. Dans le cas des molécules fluorescentes comme les fluoroquinolones (ciprofloxacine, flérofloxacine), des travaux ont été réalisés en utilisant les lignes de lumière du Synchrotron Soleil. Ils ont permis de suivre la pénétration, l'accumulation et la localisation de l'antibiotique dans la bactérie individuelle ou dans la population bactérienne. En parallèle, l'impact des mécanismes d'entrée et d'efflux sur cette accumulation a été rapporté (Kaščáková et al., 2012 ; Pagès et al., 2013 ; Philippe et al., 2015). La spectrométrie de masse est aussi une approche intéressante pour déterminer la concentration intracellulaire dans différentes souches et espèces bactériennes (Zhou et al., 2015 ; Masi et al., 2017).

Dans le même temps, plusieurs concepts originaux ont été proposés afin de corréler les propriétés structurales et chimiques des antibiotiques à leur accumulation, « Relation structure − concentration intra-bactérienne − activité » (SICAR index, Structure Intracellular Concentration Activity Relationship), d'une part, et de relier les caractéristiques membranaires des bactéries à leur sensibilité, « Temps de résidence d'une concentration près de la cible » (RTC2T index, Resident Time Concentration Close to Target), d'autre part (Masi et al., 2017). À partir de ces nouveaux outils et concepts, de nouvelles perspectives s'ouvrent afin de comprendre et caractériser les bases moléculaires et cinétiques de la concentration intra-bactérienne en antibiotique ainsi que la relation entre cette concentration et l'activité in situ de la molécule (Masi et al., 2017).

thumbnail Figure 1 Membrane et barrière de perméabilité, Influx et Efflux.

L'enveloppe des bactéries Gram négatives est schématisée avec la membrane externe, le périplasme, la membrane interne. (a), (b) et (d) indiquent les étapes de pénétration dans le périplasme (c) ou le cytoplasme, qui sont regroupées sous le terme « Influx ». (e), (f), (g), représentent le mécanisme d'expulsion ou « Efflux ». Les porines sont illustrées en rectangles verts et les pompes d'efflux en cylindres bruns.

Influx et pénétration de l'antibiotique

L'originalité de la membrane externe des bactéries Gram négatives tient à la structure asymétrique des feuillets lipidiques qui la composent : le lipopolysaccharide forme la couche externe alors que les phospholipides se trouvent sur le versant interne (Nikaido & Vaara, 1987 ; Silhavy et al., 2010). Cette membrane constitue la barrière qui protège la cellule bactérienne contre les agressions chimiques, biologiques et physiques venant du milieu externe (Hancock, 1997). Dans cette membrane externe sont insérées plusieurs protéines qui sont impliquées dans l'architecture de l'enveloppe, jouent un rôle de récepteurs, sont des transporteurs spécifiques ou non, etc. Dans le groupe des protéines-canaux, on trouve les porines qui organisent des petits canaux hydrophiles par lesquels transitent des molécules chargées, sels, acides aminés, nutriments, etc. (Pagès et al., 2008), nécessaires à la vie et à la croissance cellulaire.

Les antibiotiques hydrophiles comme les β-lactamines, les fluoroquinolones et les phénicols utilisent ces canaux pour une diffusion facilitée à travers la membrane externe (Nikaido, 1985, 1989). Ainsi la barrière membranaire, au même titre que la barrière enzymatique, contribue à la résistance aux β-lactamines comme cela a été rapporté avec la disparition des porines chez les isolats cliniques résistants (Nikaido & Normark, 1987 ; Bradford, 2001 ; Pagès et al., 2008 ; Bush & Bradford, 2016). Concernant la résistance enzymatique, de nombreuses revues ont montré le rôle des β-lactamases / céphalosporinases, et plus récemment des carbapénèmases dans la dégradation de la β-lactamine ayant atteint l'espace périplasmique. Cette hydrolyse vient renforcer l'effet protecteur de la barrière membranaire en diminuant la concentration en antibiotique résident et actif au voisinage de sa cible comme proposé dans le modèle de Nikaido (1985, 1989). Ainsi la pénétration, via la perméabilité de la membrane externe et les canaux porines, joue un rôle de « filtre » dans ce paramètre stratégique de l'activité antibactérienne.

La pénétration des β-lactamines dans le périplasme peut être illustrée en utilisant la nitrocéfine, une pénicilline chromogénique (dérivé fluorescent de la pénicilline V) qui devient rouge après clivage par la β-lactamase périplasmique (O'Callaghan et al., 1972 ; Zhao et al., 1999). Ainsi, l'approche enzymatique développée dans l'équipe de Nikaido a permis d'évaluer la vitesse de pénétration et de clivage des β-lactamines chez plusieurs entérobactéries (Kojima & Nikaido, 2013). Une même approche a été utilisée avec la bocilline (pénicilline chromogénique) (Morikawa et al., 2004) qui permet de suivre la concentration cellulaire de l'antibiotique chez des souches bactériennes exprimant ou non les pompes d'efflux ou les porines (Pu et al., 2016). Un des points majeurs soulevé par ces travaux concerne les molécules utilisées comme reporters qui ne sont pas à proprement parler des antibiotiques utilisés en clinique, ou qui dérivent de molécules qui ne sont plus ou très peu utilisées (Pu et al., 2016).

Récemment, la ceftazidime, une céphalosporine de troisième génération, est apparue comme une alternative afin de lutter contre les bactéries Gram négatives productrices de carbapénèmases en la combinant avec un inhibiteur de β-lactamase (Pucci & Bush, 2013 ; Bush, 2015 ; Liscio et al., 2015). Dans ce contexte, il est clair que la β-lactamine et son partenaire inhibiteur (acide clavulanique, avibactame) doivent pouvoir traverser la membrane externe pour atteindre la cible périplasmique (Pagès et al., 2015). Une série de synthèses chimiques a permis de produire plusieurs molécules de ceftazidime fluorescente (CAZ-Fluo) qui montrent une activité antibactérienne (Allam et al., 2017). Ces molécules ont été utilisées à la fois dans la population bactérienne en fluorimétrie mais aussi en microspectrofluorimétrie afin de suivre la cinétique d'accumulation des CAZ-Fluo. Ces approches ont permis de déterminer la concentration intra-bactérienne en antibiotique, de localiser son accumulation en utilisant l'activité β-lactamase présente dans le périplasme et de montrer la relation existant entre perméabilité de la membrane externe, concentration dans le périplasme et activité antibactérienne (Allam et al., 2017).

Efflux et accumulation de l'antibiotique

La famille des pompes d'efflux RND (pour « Résistance–Nodulation–Division ») est très conservée chez les entérobactéries impliquées en médecine humaine, telles que Escherichia coli, Enterobacter aerogenes/cloacae, Klebsiella pneumoniae, et Salmonella enterica, ainsi que chez d'autres bactéries Gram négatives comme Acinetobacter baumannii, Neisseria gonorrhoeae, Pseudomonas aeruginosa (Paulsen et al., 2001 ; Nikaido & Pagès, 2012 ; Blair et al., 2015). Avec un large spectre de sélectivité/affinité en ce qui concerne les molécules reconnues et expulsées et une expression qui peut être beaucoup augmentée à cause de mutations, l'activation de la cascade de régulation chez les isolats cliniques intervient de manière importante dans le phénotype de multi-résistance aux antibiotiques (Davin-Regli et al., 2008 ; Li et al., 2015). La pompe AcrAB-TolC, un archétype des pompes RND, a été bien caractérisée pour la structure de ses composants (Pos, 2009 ; Du et al., 2014, 2015). Des modèles d'organisation structurale et de simulation dynamique ont été réalisés en utilisant les données cristallographiques (Murakami et al., 2006 ; Collu et al., 2012 ; Eicher et al., 2012, 2014 ; Vargiu & Nikaido, 2012 ; Sjuts et al., 2016 ; Ramaswamy et al., 2017 ; Wang et al., 2017), toutefois les aspects mécanistiques et cinétiques restent assez peu connus malgré de récentes études en reconstitution (Verchère et al., 2015 ; Daury et al., 2016). De manière assez parallèle, la relation entre l'activité de la pompe in vivo et le niveau de sensibilité bactérien reste relativement peu étudiée, surtout à cause d'un manque de méthode fiable et précise permettant la détermination in situ de la concentration en antibiotique.

On peut définir l'activité de la pompe AcrAB-TolC en utilisant des fluoroquinolones radio-actives, ce qui permet de déterminer qu'environ 90 % des molécules ayant pénétré sont expulsées par cette pompe dans les 5 à 10 premières minutes d'incubation. Par ailleurs, ce transport étant énergie-dépendant, il fonctionne grâce à l'énergie proton-motrice de la membrane interne (ou cytoplasmique) et peut être inhibé en utilisant un poison qui collapse cette source d'énergie, tel que le CCCP (Nikaido & Pagès, 2012). Toutefois cette approche demande la disponibilité de molécules radiomarquées et des techniques lourdes (mesure, élimination des déchets) afin d'être réalisées ; par ailleurs, il faut disposer d'un contrôle interne permettant d'assurer une étude comparative des différentes souches et conditions réalisées.

Récemment, des approches basées sur la fluorimétrie et la microfluorimétrie sur population bactérienne et sur cellules individuelles ont été développées afin de quantifier l'accumulation des fluoroquinolones (Kaščáková et al., 2012 ; Cinquin et al., 2015). Cette approche qui fait appel à un standard interne, la fluorescence des éléments bactériens (tryptophane par exemple), permet de disposer d'un moyen de correction spécifique qui assure une comparaison fiable entre souches différentes, expériences reproduites, conditions diverses, etc. (Masi et al., 2017). Ces travaux ont ainsi permis de quantifier la concentration en antibiotiques dans des souches exprimant ou non (mutation dans acrAB) la pompe majeure AcrAB-TolC et en présence d'inhibiteur du mécanisme d'efflux comme le CCCP (Bolla et al., 2011). Pour la première fois, la pénétration (vitesse de l'Influx) et la concentration d'antibiotique dépendante de l'Efflux (rapport obtenu au plateau d'accumulation entre souche −/+ efflux) ont pu être déterminées de manière reproductible et significative (Cinquin et al., 2015). Par ailleurs, l'approche en imagerie UV a montré l'hétérogénéité existant dans la population et l'importance de l'analyse statistique des résultats obtenus sur cellule isolée (Kaščáková et al., 2012).

La méthode de microfluorimétrie réalisée en « temps réel » sur cellule individuelle permet de déterminer deux groupes de « descripteurs » : les éléments bactériologiques comme la porine ou la pompe d'efflux qui régissent la concentration intra-bactérienne, et les éléments moléculaires, groupes pharmacophoriques de l'antibiotique qui augmentent ou ralentissent l'entrée ou l'expulsion (Masi et al., 2017).

Conclusion

Les travaux publiés ces dernières années ont clairement montré l'importance de quantifier précisément, et de manière standardisée, la concentration en antibiotique dans la bactérie d'intérêt (Masi et al., 2017). Cette donnée est fonction de la conjonction entre deux mécanismes antagonistes, l'entrée ou Influx et l'expulsion ou Efflux (Figure 2). En effet, les données basées sur la détermination de la concentration minimale inhibitrice (CMI–MIC) en milieu gélosé ou en liquide, même si elles représentent une donnée importante pour le clinicien, ne sont pas capables de soutenir une étude de corrélation solide entre la dose d'antibiotique et son effet antibactérien. En effet, c'est l'antibiotique ayant pénétré qui va amener la mort de la bactérie et il est indispensable de mesurer cette concentration interne et de caractériser les paramètres qui vont la modifier, comme la perméabilité membranaire et/ou l'expression de systèmes d'efflux actifs. Par ailleurs, la mesure de la susceptibilité bactérienne est obtenue après plusieurs heures d'incubation.

Les nouveaux outils de quantification comme la microfluorimétrie, qui sont performants dans le cas des molécules fluorescentes, devront être associés à de nouvelles méthodes afin de mesurer l'impact immédiat de ces molécules sur le métabolisme bactérien (si possible en temps réel). La combinaison de ces approches donnera une mesure des étapes précoces de l'action antibiotique et permettra de préciser les concepts SICAR et RTC2T associés à la bactérie ciblée et à la molécule sélectionnée (Masi et al., 2017).

À côté de ces méthodes basées sur la spectrofluorimétrie, des études récentes utilisant la spectrométrie de masse (Cai et al., 2009 ; Bhat et al., 2013 ; Davis et al., 2014 ; Brown et al., 2015 ; Zhou et al., 2015) ont permis de suivre la concentration en antibiotique dans la bactérie, toutefois, pour valider ces approches, il reste à définir un standard interne permettant la comparaison entre essais (Kaščáková et al., 2012 ; Cinquin et al., 2015 ; Allam et al., 2017). Cette approche de quantification par spectrométrie de masse permet de s'affranchir de la fluorescence associée à la molécule d'intérêt nécessaire en microspectrofluorimétrie. D'autres moyens peuvent être développés par des approches de compétition en utilisant un antibiotique fluorescent en présence de gradient de concentration de la molécule à étudier.

En ce qui concerne la localisation, on peut mentionner le fractionnement cellulaire qui permet l'isolement des compartiments correspondant au périplasme, au cytoplasme et aux membranes. En parallèle, l'imagerie réalisée en fluorescence permet de s'affranchir de possibles artéfacts de localisation causés par le fractionnement entrepris sur des bactéries fragilisées par l'antibiotique ou par les mutations présentes dans les souches isogéniques utilisées.

La prochaine étape sera le développement de la microfluidique afin de suivre en temps réel les étapes de diffusion à travers les membranes, Influx et Efflux, dans la même cellule bactérienne, en utilisant diverses conditions, concentration d'antibiotiques, absence ou présence d'adjuvants, etc. Ces diverses approches technologiques et méthodologiques seront un outil performant afin de guider le chimiste dans la pharmaco-modulation des divers groupes pharmacophoriques impliqués dans les concepts RTC2T et SICAR. Par ailleurs, l'isolement des « persistants-tolérants » (Dörr et al., 2010 ; Maisonneuve & Gerdes, 2014 ; Sánchez-Romero & Casadesús, 2014 ; Pu et al., 2016) et leur étude avec ces méthodes devraient à terme permettre d'élucider les étapes précoces amenant l'émergence de la résistance dans les populations d'isolats cliniques.

thumbnail Figure 2 Concentration intracellulaire et transport.

La concentration intra-bactérienne en antibiotique dépend de plusieurs paramètres associés à l'Influx et à l'Efflux : la structure de la molécule d'antibiotique ; la perméabilité de la membrane externe, porines, LPS, etc. ; les transporteurs présents et leur expression ; le mécanisme de diffusion membranaire ; la coopérativité entre transporteurs ; les conditions environnementales qui peuvent modifier l'expression ou la fonction des partenaires (porines, pompes, etc.).

Remerciements

Les travaux et les conclusions présentés ici ont été conduits en partie dans le cadre du consortium « TRANSLOCATION » avec le support de « Innovative Medicines Initiatives », convention de subvention no115525, financée par le 7e programme de l'Union européenne (FP7/2007-2013) et la Fédération européenne des industries et associations pharmaceutiques des compagnies regroupées (EFPIA).

Ces travaux sont aussi financés par Aix-Marseille Université et le Service de Santé des Armées, ainsi que par les programmes de Soleil.

Références

  • Allam A., Maigre L., Vergalli J., Dumont E., Cinquin B., Alves de Sousa R., Pajovic J., Pinet E., Smith N., Herbeuval J.-P., Réfrégiers M., Artaud I., Pagès J.-M. (2017). Microspectrofluorimetry to dissect the permeation of ceftazidime in Gram-negative bacteria. Sci Rep, 7, 986. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Bhat J., Narayan A., Venkatraman J., Chatterji M. (2013). LC-MS based assay to measure intracellular compound levels in Mycobacterium smegmatis: linking compound levels to cellular potency. J Microbiol Methods, 94, 152-158. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Blair J.M., Webber M.A., Baylay A.J., Ogbolu D.O., Piddock L.J. (2015). Molecular mechanisms of antibiotic resistance. Nat Rev Microbiol, 13, 42-51. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Bolla J.-M., Alibert-Franco S., Handzlik J., Chevalier J., Mahamoud A., Boyer G., Kieć-Kononowicz K., Pagès J.-M. (2011). Strategies for bypassing the membrane barrier in multidrug resistant Gram-negative bacteria. FEBS Lett, 585, 1682-1690. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Boucher H.W., Talbot G.H., Bradley J.S., Edwards J.E., Gilbert D., Rice L.B., Scheld M., Spellberg B., Bartlett J. (2009). Bad bugs, no drugs: no ESKAPE! An update from the Infectious Diseases Society of America. Clin Infect Dis, 48, 1-12. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Boucher H.W., Talbot G.H., Benjamin D.K., Jr., Bradley J., Guidos R.J., Jones R.N., Murray B.E., Bonomo R.A., Gilbert D. (2013). Infectious Diseases Society of America. 10 × '20 Progress-development of new drugs active against Gram-negative bacilli: an update from the Infectious Diseases Society of America. Clin Infect Dis, 56, 1685-1694. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Bradford P.A. (2001). Extended-spectrum beta-lactamases in the 21st century: characterization, epidemiology, and detection of this important resistance threat. Clin Microbiol Rev, 14, 933-951. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Brown A.R., Ettefagh K.A., Todd D., Cole P.S., Egan J.M., Foil D.H., Graf T.N., Schindler B.D., Kaatz G.W., Cech N.B. (2015). A mass spectrometry-based assay for improved quantitative measurements of efflux pump inhibition. PLoS One, 10, e0124814. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Bush K. (2015). A resurgence of β-lactamase inhibitor combinations effective against multidrug-resistant Gram-negative pathogens. Int J Antimicrob Agents, 46, 483-493. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Bush K., Bradford P.A. (2016). β-Lactams and β-Lactamase Inhibitors: an overview. Cold Spring Harb Perspect Med, 6, a025247. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Cai H., Rose K., Liang L.H., Dunham S., Stover C. (2009). Development of a liquid chromatography/mass spectrometry-based drug accumulation assay in Pseudomonas aeruginosa. Anal Biochem, 385, 321-325. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Centers for Disease Control and Prevention (CDC), Antibiotic resistance threats in the United States, Atlanta, GA, USA, 2013. [Google Scholar]
  • Cinquin B., Maigre L., Pinet E., Chevalier J., Stavenger R.A., Mills S., Réfrégiers M., Pagès J.-M. (2015). Microspectrometric insights on the uptake of antibiotics at the single bacterial cell level. Sci Rep, 5, 17968. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Collu F., Vargiu A.V., Dreier J., Cascella M., Ruggerone P. (2012). Recognition of imipenem and meropenem by the RND-transporter MexB studied by computer simulations. J Am Chem Soc, 134, 19146-19158. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Daury L., Orange F., Taveau J.-C., Verchère A., Monlezun L., Gounou C., Marreddy R.K., Picard M., Broutin I., Pos K.M., Lambert O. (2016). Tripartite assembly of RND multidrug efflux pumps. Nat Commun, 7, 10731. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Davin-Regli A., Bolla J.-M., James C.E., Lavigne J.P., Chevalier J., Garnotel E., Molitor A., Pagès J.-M. (2008). Membrane permeability and regulation of drug “influx and efflux” in enterobacterial pathogens. Curr Drug Targets, 9, 750-759. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Davis T.D., Gerry C.J., Tan D.S. (2014). General platform for systematic quantitative evaluation of small-molecule permeability in bacteria. ACS Chem Biol, 9, 2535-2544. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Delcour A.H. (2009). Outer membrane permeability and antibiotic resistance. Biochim Biophys Acta, 1794, 808-816. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Dörr T., Vuli C.M., Lewis K. (2010). Ciprofloxacin causes persister formation by inducing the TisB toxin in Escherichia coli. PLoS Biol, 8, e1000317. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Du D., Wang Z., James N.R., Voss J.E., Klimont E., Ohene-Agyei T., Venter H., Chiu W., Luisi BF. (2014). Structure of the AcrAB-TolC multidrug efflux pump. Nature, 509, 512-515. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Du D., van Veen H.W., Murakami S., Pos K.M., Luisi B.F. (2015). Structure, mechanism and cooperation of bacterial multidrug transporters. Curr Opin Struct Biol, 33, 76-91. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Eicher T., Cha H.J., Seeger M.A., Brandstätter L., El-Delik J., Bohnert J.A., Kern W.V., Verrey F., Grütter M.G., Diederichs K., Pos K.M. (2012). Transport of drugs by the multidrug transporter AcrB involves an access and a deep binding pocket that are separated by a switch-loop. Proc Natl Acad Sci USA, 109, 5687-5692. [CrossRef] [Google Scholar]
  • Eicher T., Seeger M.A., Anselmi C., Zhou W., Brandstätter L., Verrey F., Diederichs K., Faraldo-Gómez J.D., Pos K.M. (2014). Coupling of remote alternating-access transport mechanisms for protons and substrates in the multidrug efflux pump AcrB. Elife, 3, e03145. [CrossRef] [Google Scholar]
  • Fraimow H.S., Tsigrelis C. (2011). Antimicrobial resistance in the intensive care unit: mechanisms, epidemiology, and management of specific resistant pathogens. Crit Care Clin, 27, 163-205. [CrossRef] [Google Scholar]
  • Hancock R.E. (1997). The bacterial outer membrane as a drug barrier. Trends Microbiol, 5, 37-42. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Kaščáková S., Maigre L., Chevalier J., Réfrégiers M., Pagès J.-M. (2012). Antibiotic transport in resistant bacteria: synchrotron UV fluorescence microscopy to determine antibiotic accumulation with single cell resolution. PLoS One, 7, e38624. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Kojima S., Nikaido H. (2013). Permeation rates of penicillins indicate that Escherichia coli porins function principally as nonspecific channels. Proc Natl Acad Sci USA, 110, 2629-2634. [CrossRef] [Google Scholar]
  • Li Z.H., Plesiat P., Nikaido H. (2015). The challenge of efflux-mediated antibiotic resistance in Gram-negative bacteria. Clin Micro Rev, 28, 337-418. [CrossRef] [Google Scholar]
  • Liscio J.-L., Mahoney M.V., Hirsch E.B. (2015). Ceftolozane/tazobactam and ceftazidime/avibactam: two novel β-lactam/β-lactamase inhibitor combination agents for the treatment of resistant Gram-negative bacterial infections. Int J Antimicrob Agents, 46, 266-271. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Maisonneuve E., Gerdes K. (2014). Molecular mechanisms underlying bacterial persisters. Cell, 157, 539-548. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Masi M., Réfrégiers M., Pos K.M., Pagès J.-M. (2017). Mechanisms of envelope permeability and antibiotic influx and efflux in Gram-negative bacteria. Nat Microbiol, 2, 17001. DOI: 10.1038/nmicrobiol.2017.1. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Morikawa Y., Kitazato M., Mitsuyama J., Mizunaga S., Minami S., Watanabe Y. (2004). In vitro activities of piperacillin against beta-lactamase-negative ampicillin-resistant Haemophilus influenzae. Antimicrob Agents Chemother, 48, 1229-1234. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Murakami S., Nakashima R., Yamashita E., Matsumoto T., Yamaguchi A. (2006). Crystal structures of a multidrug transporter reveal a functionally rotating mechanism. Nature, 443, 173-179. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Nikaido H. (1985). Role of permeability barriers in resistance to beta-lactams antibiotics. Pharmacol Ther, 27, 197-231. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Nikaido H. (1989). Outer membrane barrier as a mechanism of antimicrobial resistance. Antimicrob Agents Chemother, 33, 1831-1836. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Nikaido H. (2003). Molecular basis of bacterial outer membrane permeability revisited. Microbiol Mol Biol Rev, 67, 593-656. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Nikaido H., Normark S. (1987). Sensitivity of Escherichia coli to various beta-lactams is determined by the interplay of outer membrane permeability and degradation by periplasmic beta-lactamases: a quantitative predictive treatment. Mol Microbiol, 1, 29-36. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Nikaido H., Vaara M. (1987). Outer membrane. In: F.C. Neidhardt (Ed.), Escherichia coli and Salmonella typhimurium; Cellular and Molecular Biology, American Society for Microbiology Publishers, Vol. 1, pp. 3-22. [Google Scholar]
  • Nikaido H., Pagès J.-M. (2012). Broad-specificity efflux pumps and their role in multidrug resistance of Gram-negative bacteria. FEMS Microbiol Rev, 36, 340-363. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • O'Callaghan C.H., Morris A., Kirby S.M., Shingler A.H. (1972). Novel method for detection of beta-lactamases by using a chromogenic cephalosporin substrate. Antimicrob Agents Chemother, 1, 283-288. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Page M.G.P., Bush K. (2014). Discovery and development of new antibacterial agents targeting Gram-negative bacteria in the era of pandrug resistance: is the future promising? Curr Opin Pharmacol, 18, 91-97. [Google Scholar]
  • Pagès J.-M., James C.E., Winterhalter M. (2008). The porin and the permeating antibiotic: a selective diffusion barrier in Gram-negative bacteria. Nat Rev Microbiol, 6, 893-903. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Pagès J.-M., Kascàkovà S., Maigre L., Allam A., Alimi M., Chevalier J., Galardon E., Réfrégiers M., Artaud I. (2013). New peptide-based antimicrobials for tackling drug resistance in bacteria: single-cell fluorescence imaging. ACS Med Chem Lett, 4, 556-559. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Pagès J.-M., Peslier S., Keating T.A., Lavigne J.-P., Nichols W.W. (2015). Role of the outer membrane and porins in susceptibility of β-lactamase-producing enterobacteriaceae to ceftazidime-avibactam. Antimicrob Agents Chemother, 60, 1349-1359. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Paulsen I.T., Chen J., Nelson K.E., Saier M.H. Jr. (2001). Comparative genomics of microbial drug efflux systems. J Mol Microbiol Biotechnol, 3, 145-150. [PubMed] [Google Scholar]
  • Philippe N., Maigre L., Santini S., Pinet E., Claverie J.-M., Davin-Regli A., Pagès J.-M., Masi M. (2015). In vivo evolution of bacterial resistance in two cases of Enterobacter aerogenes infections during treatment with imipenem. PLoS One, 10, e0138828. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Pierluigi V., Maddalena G., Sara T., Russell L. (2015). Treatment of MDR-Gram negative infections in the 21st century: a never ending threat for clinicians. Curr Opin Pharmaco, 24, 30-37. [CrossRef] [Google Scholar]
  • Pos K.M. (2009). Drug transport mechanism of the AcrB efflux pump. Biochim Biophys Acta, 1794, 782-793. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Pu Y., Zhao Z., Li Y., Zou J., Ma Q., Zhao Y., Ke Y., Zhu Y., Chen H., Baker M.A., Ge H., Sun Y., Xie X.S., Bai F. (2016). Enhanced efflux activity facilitates drug tolerance in dormant bacterial cells. Mol Cell, 62, 284-294. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Pucci M.J., Bush K. (2013). Investigational antimicrobial agents of 2013. Clin Microbiol Rev, 26, 792-821. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Ramaswamy V.K., Cacciotto P., Malloci G., Vargiu A.V., Ruggerone P. (2017). Computational modelling of efflux pumps and their inhibitors. Essays Biochem, 61, 141-156. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Sánchez-Romero M.A., Casadesús J. (2014). Contribution of phenotypic heterogeneity to adaptive antibiotic resistance. Proc Natl Acad Sci USA, 111, 355-360. [CrossRef] [Google Scholar]
  • Shuster Y., Steiner-Mordoch S., Alon-Cudkowicz N., Schuldiner S.A. (2016). Transporter interactome is essential for the acquisition of antimicrobial resistance to antibiotics. PLoS One, 11, e0152917. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Silhavy T.J., Kahne D., Walker S. (2010). The bacterial cell envelope. Cold Spring Harb Perspect Biol, 2010, 2, a000414. [Google Scholar]
  • Silver L.L. (2011). Challenges of antibacterial discovery. Clin Micro Rev, 24, 71-109. [CrossRef] [Google Scholar]
  • Sjuts H., Vargiu A.V., Kwasny S.M., Nguyen S.T., Kim H.S., Ding X., Ornik A.R., Ruggerone P., Bowlin T.L., Nikaido H., Pos K.M., Opperman T.J. (2016). Molecular basis for inhibition of AcrB multidrug efflux pump by novel and powerful pyranopyridine derivatives. Proc Natl Acad Sci USA, 113, 3509-3514. [CrossRef] [Google Scholar]
  • Stavenger R., Winterhalter M. (2014). How to get good drugs into bad bugs. Sci Transl Med, 6, 228ed7. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Vargiu A.V., Nikaido H. (2012). Multidrug binding properties of the AcrB efflux pump characterized by molecular dynamics simulations. Proc Natl Acad Sci USA, 109, 20637-20642. [CrossRef] [Google Scholar]
  • Verchère A., Dezi M., Adrien V., Broutin I., Picard M. (2015). In vitro transport activity of the fully assembled MexAB-OprM efflux pump from Pseudomonas aeruginosa. Nat Commun, 6, 6890. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]
  • Wang Z., Fan G., Hryc C.F., Blaza J.N., Serysheva I.I., Schmid M.F., Chiu W., Luisi B.F., Du D. (2017). An allosteric transport mechanism for the AcrAB-TolC multidrug efflux pump. Elife, 6, e24905. [PubMed] [Google Scholar]
  • Watkins R.R., Bonomo, R.A. (2016). Overview: global and local impact of antibiotic resistance. Infect Dis Clin North A, 30, 313-322. [CrossRef] [Google Scholar]
  • Zgurskaya H.I., López C.A., Gnanakaran S. (2015). Permeability barrier of Gram-negative cell envelopes and approaches to bypass it. ACS Infect Dis, 1, 512-522. [CrossRef] [Google Scholar]
  • Zhao G., Meier T.I., Kahl S.D., Gee K.R., Blaszczak L.C. (1999). Bocillin FL, a sensitive and commercially available reagent for detection of penicillin-binding proteins. Antimicrob Agents Chemother, 43, 1124-1128. [PubMed] [Google Scholar]
  • Zhou Y., Joubran C., Miller-Vedam L., Isabella V., Nayar A., Tentarelli S., Miller A. (2015). Thinking outside the “bug”: a unique assay to measure intracellular drug penetration in Gram-negative bacteria. Anal Chem, 87, 3579-3584. [CrossRef] [PubMed] [Google Scholar]

Citation de l'article : Pagès, J.-M. (2017). Transports des antibiotiques et perméabilité membranaire : nouvelles perspectives afin de combattre la résistance bactérienne. Biologie Aujourd'hui, 211, 149-154

Liste des figures

thumbnail Figure 1 Membrane et barrière de perméabilité, Influx et Efflux.

L'enveloppe des bactéries Gram négatives est schématisée avec la membrane externe, le périplasme, la membrane interne. (a), (b) et (d) indiquent les étapes de pénétration dans le périplasme (c) ou le cytoplasme, qui sont regroupées sous le terme « Influx ». (e), (f), (g), représentent le mécanisme d'expulsion ou « Efflux ». Les porines sont illustrées en rectangles verts et les pompes d'efflux en cylindres bruns.
Dans le texte
thumbnail Figure 2 Concentration intracellulaire et transport.

La concentration intra-bactérienne en antibiotique dépend de plusieurs paramètres associés à l'Influx et à l'Efflux : la structure de la molécule d'antibiotique ; la perméabilité de la membrane externe, porines, LPS, etc. ; les transporteurs présents et leur expression ; le mécanisme de diffusion membranaire ; la coopérativité entre transporteurs ; les conditions environnementales qui peuvent modifier l'expression ou la fonction des partenaires (porines, pompes, etc.).
Dans le texte

Les statistiques affichées correspondent au cumul d'une part des vues des résumés de l'article et d'autre part des vues et téléchargements de l'article plein-texte (PDF, Full-HTML, ePub... selon les formats disponibles) sur la platefome Vision4Press.

Les statistiques sont disponibles avec un délai de 48 à 96 heures et sont mises à jour quotidiennement en semaine.

Le chargement des statistiques peut être long.